Einzel

Dec 19, 2023

Nature Communications Band 14, Artikelnummer: 885 (2023) Diesen Artikel zitieren

2633 Zugriffe

131 Altmetrisch

Details zu den Metriken

Nesselzellen sind die explosiven Nesselzellen, die nur bei Nesseltieren (Korallen, Quallen usw.) vorkommen. Nesselzellen sind auf den Fang und die Verteidigung von Beutetieren spezialisiert und umfassen eine Gruppe von über 30 morphologisch und funktionell unterschiedlichen Zelltypen. Diese ungewöhnlichen Zellen sind ikonische Beispiele für biologische Neuheiten, aber die Entwicklungsmechanismen, die die Diversität des Nesselapparats vorantreiben, sind nur unzureichend charakterisiert, was es schwierig macht, die Evolutionsgeschichte der Nesselzellen zu verstehen. Mithilfe der CRISPR/Cas9-vermittelten Genombearbeitung in der Seeanemone Nematostella vectensis zeigen wir, dass ein einzelner Transkriptionsfaktor (NvSox2) als binärer Schalter zwischen zwei alternativen Schicksalen der Nesselzellen fungiert. Das Ausschalten von NvSox2 führt zu einer Umwandlung von Durchstechzellen in Fangzellen, die bei anderen Seeanemonenarten häufig vorkommen, bei N. vectensis jedoch offenbar zum Schweigen gebracht wurden. Diese Ergebnisse offenbaren einen ungewöhnlichen Fall von Einzelzell-Atavismus und erweitern unser Verständnis der Diversifizierung der Zelltypidentität.

Neuartige Zelltypen fördern die Entstehung neuer physiologischer Funktionen und sind für die Erweiterung der Organismenvielfalt von wesentlicher Bedeutung. Dennoch ist das Verständnis der Mechanismen, die die Entstehung neuer Zelltypen vorantreiben, eine ständige Herausforderung in der Biologie1,2. Studien zur Merkmalsentwicklung in mehrzelligen Organismen haben „Homöose“ – die Umwandlung eines Teils eines Organismus in einen anderen Teil3 – als wichtige Quelle für morphologische Innovation identifiziert. Häufige Beispiele für solche homöotischen Neuheiten sind die Umwandlung von Blütenblättern in Kelchblätter bei Blütenpflanzen und die Umwandlung von Bauch- in Brustsegmente bei Insekten4. Seitdem wurde gezeigt, dass diese Transformationen durch regional exprimierte regulatorische Gene5,6 gesteuert werden, was zeigt, wie die Entwicklung komplexer Phänotypen durch einen einzigen genetischen Schalter koordiniert werden kann. In jüngerer Zeit wurde die Homöose herangezogen, um zu erklären, wie Transformationen auf der Ebene einer einzelnen Zelle stattfinden können. Studien zur neuronalen Differenzierung bei Nematoden, Fliegen und Wirbeltieren haben einzelne regulatorische Gene identifiziert, die ausreichen, um einen neuronalen Subtyp in einen anderen umzuwandeln, was die Idee stützt, dass Homöose die Individuierung des Zellschicksals steuern kann7. Bisher hat jedoch keine Studie die homöotische Induktion von Atavismus – das Wiederauftreten eines Vorfahrencharakters – auf der Ebene eines einzelnen Zelltyps nachgewiesen. Eine solche Demonstration würde ein mechanistisches Verständnis dafür liefern, wie Homöose die Diversifizierung der Zelltypen vorantreiben und die Erweiterung der Tierkomplexität fördern könnte.

Nesselzellen (Nesselzellen) gehören zu den morphologisch komplexesten aller Zelltypen und sind ein symbolträchtiges Beispiel für eine zelluläre Neuheit (Abb. 1). Nesselzellen kommen ausschließlich bei Nesseltieren vor (einer Gruppe, die Korallen, Quallen und ihre Verwandten umfasst) und umfassen eine vielfältige Reihe von Zellen, die auf Beutefang, Verteidigung und Lebensraumnutzung spezialisiert sind und sich in Form und Funktion in den verschiedenen Taxa stark unterscheiden8. Tatsächlich ist die Reihe von Nesselzelltypen, die in jeder Nesseltierart vorkommen, wohl das aussagekräftigste diagnostische Merkmal für Taxa mit weichem Körper, die über 2/3 der 13.000 Arten vorhandener Nesseltiere ausmachen9,10. Derzeit werden drei Hauptunterarten von Nesselzellen erkannt, die anhand der Morphologie ihrer Nesselorganelle unterschieden werden können11. Die ersten, Nematozyten („durchdringende Zellen“) (Abb. 1a–c, g, h), haben eine explosive Organelle mit einer dicken Kapselwand, die einen umstülpbaren, mit Gift beladenen Tubulus enthält12,13,14,15. Bei Nesseltieren wurden über 30 verschiedene Arten von Nematozyten beschrieben, die sich stark in der Morphologie des basalen, stacheligen Teils des Tubulus (im Folgenden „Harpune“ genannt) unterscheiden8. Der zweite Nesselzelltyp, die Spirozyten („Fangzellen“), weisen deutlich weniger morphologische Variationen auf und werden im Gesamterscheinungsbild entweder als grazil (dünn) oder robust (dick) beschrieben16. Obwohl sie noch extrusiv sind, zeichnen sich diese Zellen durch zwei Merkmale aus, die bei Piercing-Zellen nicht zu finden sind: eine dünne Kapselwand mit gezacktem Aussehen, die aus einem Netzwerk regelmäßig beabstandeter Fasern entsteht, die die innere Kapselwand auskleiden, und ein umstülpbares Röhrchen, das mit feinen seitlichen Stäbchen verziert ist Erstellen Sie beim Entladen ein umhüllendes Netz17 (Abb. 1d–f, i). Die dritte Gruppe von Nesselzellen, Ptychozyten („adhärente Zellen“), enthält bekanntermaßen keine Toxine und ihre Nutzlast besteht nur aus einem gefalteten, klebrigen Röhrchen, das in einer dünnwandigen Kapsel gefaltet ist18 (Abb. 1j–l). Die weite Verteilung von Stechzellen (Nematozyten) im gesamten Stamm legt nahe, dass dieser Zelltyp beim letzten gemeinsamen Vorfahren der Nesseltiere vorhanden war (Abb. 1m). Die eingeschränktere Verteilung von umschlingenden und adhärenten Zelltypen (Spirozyten bzw. Ptychozyten) lässt darauf schließen, dass sich diese Zelltypen aus einem durchdringenden Vorfahren entwickelt haben. Die Entwicklungsmechanismen, die die Variabilität in der Morphologie des Stechapparates steuern, wurden jedoch nicht charakterisiert. Die evolutionären Faktoren, die die Diversifizierung dieser ungewöhnlichen Zelltypen vorantreiben, sind daher weiterhin ungeklärt.

a, b Ausgeschiedener Nematozyten (REM) aus dem Mesenterium der Seeanemone Nematostella vectensis mit apikalen Lappen (b – grün, falsch gefärbt) und Stacheln entlang der umgestülpten Harpune (weißer Pfeil). c Apex eines nicht entladenen Nematozyten (TEM) aus dem Mesenterium von N. vectensis mit apikalen Lappen (grün) und dicker Kapselwand (Pfeilspitzen). d Ausgeschiedene Spirozyten (REM) aus den Tentakeln der Seeanemone Calliactis tricolor, die das Fehlen apikaler Lappen und keine Stacheln am umgestülpten Tubulus zeigen (weißer Pfeil). e, f Nicht entladene Spirozyten (TEM) aus den Tentakeln von N. vectensis mit einer apikalen Kappe (orange, falsch gefärbt) und einer dünnen, gezackten Kapselwand (weiße Pfeilspitzen). Das gezackte Erscheinungsbild der Spirozytenkapselwand entsteht durch ein inneres Netzwerk regelmäßig beabstandeter Fasern (weiße Pfeilspitzen in f). Feine seitliche Stäbchen zieren den Tubulus und erscheinen im Querschnitt als kleine, dunkle Puncta (schwarze Pfeilspitze in e). g, h REM-Aufnahmen einer gebrochenen Nematozystenkapsel von N. vectensis mit der dicken Kapselwand (schwarze Pfeilspitzen). i Intakte Spirozytenkapsel von N. vectensis; Durch die dünne Kapselwand sind die Windungen des Tubulus sichtbar (zwei Windungen sind mit gestrichelten Linien abgegrenzt). j Ausgeschiedener Ptychozyten (REM) aus der Körperwand der Röhrenanemone Ceriantheopsis americana; Dem umgestülpten Tubulus fehlen Stacheln, dafür aber Längsfalten (weißer Pfeil). k Spitze eines nicht entladenen Ptychozyten aus der Körperwand von C. americana, der keine Spezialisierung zeigt (violett, falsch gefärbt). l Querschnitt eines gefalteten Röhrchens in der Kapsel eines nicht entladenen Ptychozyten von C. americana; Die Kapselwand ist dünn und nicht gezahnt (weiße Pfeilspitzen). m Cladogramm von Nesseltieren, nach Kayal et al.10; Die Kästchen auf der rechten Seite zeigen das Vorhandensein (grau) oder das Fehlen (weiß) jedes Nesselzellentyps an. Die vermuteten Ursprünge der drei Nesselzelltypen sind auf dem Baum aufgetragen. Gepunktetes Grau spiegelt stark abgeleitete Nesselzellen in Myxozoen wider. N-Nematozyten, S-Spirozyten, P-Ptychozyten. *Nicht-Cerianthid-Hexacorale; Für diese Gruppe gibt es derzeit keinen akzeptierten Namen. +Myxozoen und Polypodium.

Sox-Gene sind eine Familie von Transkriptionsfaktoren, die eine aufschlussreiche Rolle bei Entscheidungen über das Zellschicksal bei Tieren spielen19. Die gewebebeschränkte Expression verschiedener Sox-Orthologe wurde bereits bei Nesseltieren nachgewiesen und steht im Einklang mit der Rolle dieser Transkriptionsfaktoren bei der Strukturierung verschiedener Zelltypen20,21,22,23,24. Hier zeigen wir, dass ein einzelnes Sox-Gen, NvSox2, einen homöotischen Wechsel zwischen zwei alternativen Schicksalen von Nesselzellen reguliert: Durchstechen und Einfangen. Im Kontext der Seeanemonen-Phylogenie interpretiert, liefern diese Ergebnisse eine Erklärung für die diskontinuierliche Verteilung verschiedener Arten von Nesselzellen bei Nesseltieren und legen nahe, dass Einzelzell-Atavismus ein wichtiger Mechanismus sein könnte, der die Entwicklung von Neuheiten vorantreibt.

Bei N. vectensis sind Nesselzellen im gesamten ektodermalen Epithel zu finden, aber jede Region des Tieres ist von einer bestimmten Kombination von Nesselzelltypen besiedelt25. Die Tentakelspitzen beispielsweise werden von großen und kleinen basitrichen Isorhiza-Nematozyten (Stechzellen) und grazilen Spirozyten (Fangzellen) besiedelt, während die Körperwand (äußeres Epithel) ausschließlich von großen und kleinen Stechzellen besiedelt ist (Abb. 2a, b). ). Die ektodermalen Epithelien der Mesenterien (Verdauungsgewebe) werden größtenteils von mikrobasischen Mastigophoren (einer anderen Art von Piercingzellen) besiedelt, und der Fuß wird fast ausschließlich von kleinen basitrichen Isorhizas besiedelt (Abb. 2c, d). Die Verteilungen und die relative Häufigkeit der verschiedenen Nesselzelltypen sind in Abb. 2b zusammengefasst.

ein mit 143 µM DAPI markierter Primärpolyp, der Kerne und reife Nematozytenkapseln zeigt (N = 10 Polypen); kleine (blau) und große (gelb) Basitrichs sind angegeben. Einschub: Anmutige Spirozyten (magenta) und große Basitrichs (gelb) sind in den Tentakeln reichlich vorhanden. b Verteilung der Nesselzelltypen in N. vectensis; Abbildung geändert nach: Babonis, LS, Ryan, JF, Enjolras, C. & Martindale, MQ Die Genomanalyse des Tryptoms enthüllt molekulare Mechanismen der Drüsenzellentwicklung. EvoDevo 10, 23 (2019) – CC BY 4.0. c Mesenterien werden größtenteils von Mastigophoren (grün) besiedelt (N = 12 Polypen). d Kleine Basitrichs dominieren die Körperwand und den Fuß (143 µM DAPI) (N = 10 Polypen). e NvSox2 und PaxA überschneiden sich in der Expression (N = 8 Embryonen); weiße Pfeilspitzen: Zellen, die beides ausdrücken, schwarze Pfeilspitzen: nur PaxA, gepunktete Kreise: nur NvSox2. f NvSox2 wird als Reaktion auf den Abbau von SoxB2 signifikant herunterreguliert (ddCT-Methode, p = 1,12E-2), wird jedoch durch den Abbau von PaxA nicht signifikant beeinflusst (ddCT, p = 0,345957) (qPCR). Fehlerbalken geben +/− Standardabweichung an. Drei Wiederholungsexperimente für jede Behandlung werden angezeigt (schwarze Punkte); graue Balken geben Durchschnittswerte der drei Experimente an. g Arbeitsmodell. h Die NvSox2-Expression ist in NvSox2-Mutanten aufgehoben. i PaxA-Expression in den Tentakeln (weiße Pfeilspitze und Einschub) und der Körperwand (schwarze Pfeilspitze und Einschub) von Wildtypen und Mutanten (weißer Kasten und Einschub). j Quantitative Analyse von Zellen, die PaxA in der Körperwand exprimieren (Mann-Whitney U, p = 1,37E-11). Pro Behandlung (Primärpolypenstadium) wurden N = 32 (Wildtyp) und N = 30 (Mutante) Tiere untersucht. k Mcol1-mRNA (Magenta) wird zusammen mit Mcol4-Protein (α-Mcol4, Cyan) in den Tentakeln (weiße Pfeilspitze) und der Körperwand (weißer Kasten und Einschub) von Wildtypen exprimiert; Die Mcol1-Expression ist in der Körperwand von NvSox2-Mutanten reduziert. Kerne – weiß, DAPI. l Quantitative Analyse von Zellen in der Körperwand, die Mcol1 und Mcol4 koexprimieren (Mann-Whitney U, p = 1,57E-4). N = 10 Tiere pro Behandlung (Tentakelknospenstadium). Oraler Pol nach links in a, e, i, k. Für alle Boxplots: Median – Mittellinie, 25. und 75. Perzentil – Box, 5. und 95. Perzentil – Whisker, Ausreißer – einzelne Punkte. Quelldaten werden als Quelldatendatei bereitgestellt. Fluoreszenzbilder wurden mithilfe von Fidschi hinsichtlich Kontrast und Helligkeit angepasst.

NvSox2 ist eines von 14 Sox-Genen in N. vectensis, von denen nur zwei (SoxB2 und NvSox2) in einzelnen Zellen im gesamten Ektoderm exprimiert werden, ein Muster, das mit der Spezifikation der terminalen Zellidentität während der frühen Embryogenese übereinstimmt20. Wir untersuchten die Expression von NvSox2 weiter und stellten fest, dass es zusammen mit dem Transkriptionsfaktor PaxA in sich entwickelnden Nesselzellen exprimiert wird (Abb. 2e). Wir identifizierten Zellen, die nur NvSox2 exprimierten, Zellen, die sowohl NvSox2 als auch PaxA koexprimierten, und Zellen, die nur PaxA exprimierten, was auf eine sequentielle Aktivierung von NvSox2 und dann von PaxA schließen lässt. Unter Verwendung von qPCR in Kombination mit Morpholino-vermitteltem Gen-Knockdown fanden wir eine signifikante Unterdrückung der NvSox2-Expression nach dem Knockdown von SoxB2 (exprimiert in Vorläufern von Neuronen und Nesselzellen)22 und keine signifikante Änderung der NvSox2-Expression als Reaktion auf den Knockdown von PaxA (Abb. 2f). ). Zusammengenommen legen diese Ergebnisse nahe, dass NvSox2 in frühen differenzierenden Nesselzellen stromabwärts von SoxB2 und stromaufwärts von PaxA liegt (Abb. 2g). Um die Funktion von NvSox2 bei der Spezifikation von NvSox2 zu verstehen, verwendeten wir CRISPR/Cas9-vermittelte Genombearbeitung, um homozygote F2-Knockouts für den NvSox2-Locus zu generieren (ergänzende Abbildung 1). NvSox2 wird erstmals im Blastula-Stadium exprimiert und wird während der frühen Entwicklung weiterhin in einzelnen Zellen exprimiert, die über das Ektoderm verstreut sind. Dieser Ausdruck ist in NvSox2-Mutanten vollständig aufgehoben (Abb. 2h, ergänzende Abb. 2). Wir ließen diese NvSox2-Mutanten bis zum Polypenstadium wachsen, um die molekularen und morphologischen Auswirkungen zu untersuchen, die sich aus dem Verlust von NvSox2 ergeben.

Um die molekulare Rolle von NvSox2 bei der Entwicklung von NvSox2-Zellen zu verstehen, untersuchten wir die Expression von Genen, von denen bekannt ist, dass sie spezifisch für NvSox2-Knockout-Tiere (Mutanten) in Wildtyp- und NvSox2-Knockout-Tieren sind25,26. Die Expression des Transkriptionsfaktors PaxA (Abb. 2i, j; ergänzende Abb. 3) und des Strukturmoleküls Minikollagen-1 (Mcol1; Abb. 2k, l) (beide durchdringend zellspezifisch) waren in der Körperwand von NvSox2 signifikant reduziert Mutanten. Im Gegensatz dazu blieb Minikollagen-4 (Mcol4), das in allen Arten von Nesselzellen vorkommt, unbeeinträchtigt. Eine quantitative Analyse der Nesselzellentwicklung ergab, dass 80 % der Mcol4-markierten Zellen in der Körperwand von Wildtyp-Polypen auch Mcol1 exprimieren und dieser Anteil bei NvSox2-Mutanten deutlich auf <10 % reduziert ist (Abb. 2l). Diese Ergebnisse bestätigen, dass das Ausschalten von NvSox2 keinen Einfluss auf die Gesamtzahl der in der Körperwand angegebenen Nesselzellen hatte, sondern die Identität der Nesselzellen in diesem Gewebe veränderte.

Bei N. vectensis wird die Körperwand von Wildtyp-Polypen fast ausschließlich von einer einzigen Art durchdringender Zellen besiedelt, der kleinen basitrichen Isorhiza (Abb. 3a)27,28. Um die Auswirkungen des NvSox2-Knockouts auf die Entwicklung von Nesselzellen in der Körperwand weiter zu untersuchen, untersuchten wir die Morphologie dieser Zellen mithilfe von Licht- und Elektronenmikroskopie. In NvSox2-Mutanten wurden die kleinen durchdringenden Zellen der Körperwand vollständig durch einen morphologisch unterschiedlichen Zelltyp ersetzt (Abb. 3b). Auf grober Ebene hatte der mutierte Zelltyp das Aussehen eines robusten Spirozyten (Fangzelle), einer Art Nesselzelle, die normalerweise nicht in N. vectensis vorkommt, aber in anderen Seeanemonen häufig vorkommt (Quellendaten). Wir untersuchten diese mutierten Zellen mithilfe von Raster- und Transmissionselektronenmikroskopie (REM bzw. TEM) auf Hinweise auf verstrickte Zellmerkmale. Nesselzellen aus der Körperwand von Wildtyp-Polypen hatten starre Kapseln mit einer dicken Kapselwand und hervorstehenden Lappen am apikalen (nach außen gerichteten) Ende (Abb. 3c–e). Bei der Entladung zeigten diese Nesselzellen einen extrusiven Tubulus mit großen Stacheln proximal (die „Harpune“) und kleinen Widerhaken distal (Abb. 3f). Diese Merkmale sind diagnostisch für Seeanemonen-Piercingzellen25,29,30. Im Gegensatz dazu wirkte die Kapsel der extrudierten mutierten Zellen dünn und kollabierte beim Entladen, und der Extrusionsapparat bestand aus einem glatten Röhrchen ohne Stacheln und Widerhaken (Abb. 3g). Die mutierten Zellen haben auch eine dünne Kapselwand mit einem gezackten Aussehen entlang der Innenfläche und einer flachen apikalen Kappe (Abb. 3h–j), Merkmale, die mit umschlingenden Zellen und nicht mit durchdringenden Zellen übereinstimmen17,31,32. Darüber hinaus zeigten Querschnitte des internalisierten extrusiven Tubulus in den mutierten Zellen kleine Stäbchen, die mit dem Auftreten von nicht entladenen Umschlingungszellen übereinstimmten (Abb. 3k), obwohl diese Stäbchen kleiner und in geringerer Anzahl waren als für die in gefundenen Umschlingungszellen beschrieben Wildtyp-Tiere17. Ohne Kennzeichnung der Zelllinien können wir die Möglichkeit nicht ausschließen, dass das Ausschalten von NvSox2 sowohl zum Verlust durchdringender Zellen als auch zum Zuwachs an verfangenden Zellen in zwei unterschiedlichen Zelllinien in der Körperwand von N. vectensis führte. Wenn man bedenkt, dass der Verlust von NvSox2 keinen Einfluss auf die Anzahl der Mcol4 exprimierenden Nesselzellen in der Körperwand hatte, ist die einfachste Erklärung für diese Ergebnisse, dass der Verlust von NvSox2 eine Umwandlung kleiner Piercingzellen in Nesselzellen in der Körperwand von N. vectensis verursacht.

a NvSox2, PaxA und Mcol1 sind für die Entwicklung kleiner Piercingzellen (blau) in der Körperwand erforderlich; Abbildung geändert nach: Babonis, LS, Ryan, JF, Enjolras, C. & Martindale, MQ Die Genomanalyse des Tryptoms enthüllt molekulare Mechanismen der Drüsenzellentwicklung. EvoDevo 10, 23 (2019) – CC BY 4.0. b Blaue Pfeilspitzen: kleine durchdringende Zellen; weiße Pfeilspitzen: mutierte Zellen. M: Mesoglea, Ecto: Ektoderm. Zellen sind falsch gefärbt. Bilder entsprechen dem Bereich innerhalb des blauen Feldes in a; N = 2 juvenile Polypen pro Behandlung. c–k Elektronenmikroskopische Aufnahmen von Nesselzellen aus der Körperwand von juvenilen Wildtyp-c–f- und mutierten g–k-Polypen (N = 2 Individuen pro Behandlung). c–e TEMs einer kleinen Piercingzelle. Die Kästchen in c geben die in d und e hervorgehobenen Regionen an. Apikale Lappen sind in d falsch gefärbt. Schwarze Pfeilspitzen in e markieren die dicke Kapselwand. f REM einer kleinen Piercingzelle. Relevante Strukturen sind falsch gefärbt: gelb – Kapsel, grün – apikale Klappen, magenta – Harpune mit Stacheln, blau – Röhrchen mit Widerhaken. Der Einschub in f zeigt Details des Tubulus. g SEM einer mutierten Nesselzelle ohne Stacheln und Widerhaken. h-k-TEMs mutierter Nesselzellen. h Kästchen kennzeichnen Bereiche, die in i–k hervorgehoben sind. Bilder mit hoher Vergrößerung zeigen i apikale Kappe (falsch gefärbtes Orange), j dünne, gezackte Kapselwand (hintere Pfeilspitzen) und k internalisierten Tubulus mit kurzen seitlichen Stäben (weiße Pfeilspitzen). l Kapselmorphometrie (Breite vs. Länge) in grazilen (grau) und robusten (schwarz) umschlingenden Zellen (aus der Literatur entnommen) und mutierten Zellen (orange) (ANCOVA, grazil vs. robust: p = 0,42032, grazil vs. Mutant: p = 0,30121 ). N = Anzahl der analysierten Zellen. m Kapselbreite in gracile, mutierte und robuste Ensnaring-Zellen (ANOVA mit Bonferroni post hoc, gracile vs. mutierte p = 5,2E-06; robuste vs. mutierte p = 1,3E-11; gracile vs. robuste p = 2E-16). Durchschnittswerte, berechnet aus den gleichen Daten wie in Tafel l dargestellt. n Häufigkeit von Zellen mit dem mutierten Phänotyp in Wildtyp- und mutierten Polypen (Mann-Whitney U, p = 3,2E-5); N = 12 Primärpolypen pro Behandlung. Für alle Boxplots: Median – Mittellinie, 25. und 75. Perzentil – Box, 5. und 95. Perzentil – Whisker, Ausreißer – einzelne Punkte. Quelldaten werden als Quelldatendatei bereitgestellt.

Obwohl sie die kanonischen morphologischen Merkmale reifer Fangzellen aufwiesen, unterschieden sich die Zellen, die sich in der Körperwand von NvSox2-Mutanten entwickelten, morphologisch von den grazilen Fangzellen, die sich in den Tentakelspitzen von Wildtyp-Tieren entwickeln, was uns zu der Hypothese veranlasste, dass der Verlust von NvSox2 verursacht wurde die Entwicklung robuster Fangzellen in der Körperwand von N. vectensis. Die Bedingungen „robust“ und „grazil“ sind nicht genau definiert; Um Abhilfe zu schaffen, analysierten wir die Länge und Breite der Kapsel von nicht entladenen Fangzellen aus der Literatur, die entweder robust oder anmutig waren. Das Verhältnis zwischen Kapselbreite und -länge unterschied sich bei robusten und grazilen Fangzellen in verschiedenen Größen nicht (Abb. 3l); Bei einer gegebenen Länge waren robuste Fangzellen jedoch deutlich breiter als grazile Zellen (Abb. 3l, m). Die Breite der Kapsel, die sich in der Körperwand von NvSox2-Mutanten entwickelte, unterscheidet sich von der Kapselbreite, die in der Literatur für grazile und robuste Fangzellen angegeben wird, und liegt zwischen diesen (Abb. 3m). Überraschenderweise ergab die Untersuchung von Wildtyp-Tieren das Vorhandensein von Zellen mit dieser mutierten Morphologie, wenn auch in sehr geringer Häufigkeit. Während der mutierte Zelltyp fast 50 % der NvSox2-Mutanten ausmachte, wiesen weniger als 1 % der Nesselzellen der Wildtypen diese Morphologie auf (Abb. 3n). Von den 12 untersuchten Wildtyp-Polypen schien nur einem diese mutierten Zellen vollständig zu fehlen. Diese Ergebnisse deuten darauf hin, dass Fehler im NvSox2-Regulationsweg spontan und mit geringer Häufigkeit auftreten können, was zur Entwicklung robuster Fangzellen bei Wildtyp-Tieren führt. Da robuste Fangzellen bei anderen Seeanemonen häufig und reichlich vorhanden sind (Quellendaten), ist es vernünftig anzunehmen, dass dieser Zelltyp wahrscheinlich beim jüngsten gemeinsamen Vorfahren aller Seeanemonen vorhanden war. Daher deuten unsere Ergebnisse darauf hin, dass das Ausschalten von NvSox2 zu Einzelzell-Atavismus oder zur Wiederherstellung eines angestammten Zelltyps (robuste umgarnende Zelle) in N. vectensis geführt hat.

Um die Identität der Umschlingungszellen weiter zu untersuchen, untersuchten wir die Verteilung und Entwicklung der nativen grazilen Umschlingungszellen und der mutierten Umschlingungszellen in N. vectensis. Sowohl bei Wildtyp- als auch bei NvSox2-Mutantentieren wurden grazile Spirozyten nur in den Tentakelspitzen gefunden (Abb. 4a); Im Gegensatz dazu waren kleine Stechzellen nur in den Tentakelspitzen von Wildtyp-Tieren vorhanden und mutierte Fangzellen waren nur in den Tentakeln von NvSox2-mutierten Tieren vorhanden. Diese Ergebnisse stehen im Einklang mit der Umwandlung kleiner Piercingzellen in mutierte Zellen, die in der Körperwand zu sehen sind (Abb. 3), wo kleine Piercingzellen der vorherrschende Zelltyp sind. Um festzustellen, ob grazile und mutierte umgarnende Zellen molekular unterschiedlich sind, untersuchten wir die Expression eines Ca2+-bindenden Proteins namens Calumenin F (CaluF)33. Bei Wildtyp-Tieren wird CaluF ausschließlich in den Tentakeln exprimiert, was mit der Verteilung von Gracile-Zellen übereinstimmt, und wird in Zellen, die mit Anti-Mcol4-Antikörper25 markiert sind, co-exprimiert, was bestätigt, dass es in Nesselzellen exprimiert wird (Abb. 4b). CaluF wird jedoch niemals zusammen mit dem durchdringenden zellspezifischen Gen Mcol1 (Abb. 4B)25 exprimiert und ist daher ein positiver und spezifischer Marker für grazile, umschlingende Zellen. Das Ausschalten von NvSox2 hatte keinen Einfluss auf den Zeitpunkt des Auftretens oder die Verteilung von Zellen, die CaluF exprimieren (Abb. 4c), was bestätigt, dass es sich bei den mutierten umschlingenden Zellen nicht um grazile Zellen handelt. Darüber hinaus bestätigte die Analyse der Morphologie graziler Zellen mittels TEM, dass grazile Zellen von Wildtyp- und mutierten Tieren morphologisch nicht unterscheidbar sind (Abb. 4d – i). Angesichts dieser Ergebnisse schlagen wir vor, dass das Ausschalten von NvSox2 eine homöotische Umwandlung kleiner Piercingzellen in robuste Fangzellen überall dort bewirkt, wo normalerweise kleine Piercingzellen spezifiziert würden. Im Gegensatz dazu hatte der Verlust von NvSox2 keinen Einfluss auf die Entwicklung graziler, umschlingender Zellen, was darauf hindeutet, dass grazilen und robusten, umschlingenden Zellen nach unterschiedlichen Mechanismen strukturiert werden.

a Gracile Fangzellen (falsch gefärbtes Magenta) sind in den Tentakelspitzen sowohl von Wildtyp-Tieren (N = 5) als auch von NvSox2-Mutantentieren (N = 4) vorhanden. Kleine durchdringende Zellen (blau) kommen nur in Wildtypen vor und robuste Fangzellen (orange) kommen nur in Mutanten vor. Die Farben entsprechen Abb. 2b. Oraler Pol nach links in a–c. b CalumeninF (CaluF) ist ein spezifischer Marker für grazile Bindezellen. Mcol4 (Cyan) und Mcol1 (Magenta) werden in den Tentakeln und der Körperwand (schwarze Pfeilspitze; Einschub) koexprimiert (N = 6 Tiere). CaluF (gelb) wird nur in den Tentakeln exprimiert. Einfügungen: CaluF wird mit Mcol4 (weiße Pfeilspitzen) koexprimiert, jedoch nie mit Mcol1 (Magenta). c Das Ausschalten von NvSox2 hatte keinen Einfluss auf den Beginn der CaluF-Expression oder die Verteilung von CaluF-exprimierenden Zellen. Alle Maßstabsbalken in c: 50 um. Jedes Panel ist repräsentativ für mindestens 10 Personen in jeder Phase. d–i TEMs von grazilen Verstrickungszellen aus Wildtyp- (N = 3) und mutierten (N = 2) juvenilen Polypen. Das Ausschalten von NvSox2 hatte keinen Einfluss auf die Morphologie der gezackten Kapselwand (weiße Pfeilspitzen) oder der seitlichen Stäbchen am internalisierten Tubulus (schwarze Pfeilspitzen). Fluoreszenzbilder wurden mithilfe von Fidschi hinsichtlich Kontrast und Helligkeit angepasst.

Bei N. vectensis ist das Wildtyp-Tentakelspitzenepithel mit kleinen durchdringenden Zellen (selten), großen durchdringenden Zellen (häufig vorhanden) und grazilen umschlingenden Zellen (reichlich vorhanden) besiedelt (Abb. 2b)25,26,28. Die Untersuchung der Tentakelspitzen mittels Lichtmikroskopie bestätigte, dass die kleinen Stechzellen vollständig in robuste Fangzellen umgewandelt wurden, was die Auswirkungen in der Körperwand widerspiegelt, große Stechzellen sind jedoch sowohl bei Wildtyp- als auch bei mutierten Tieren vorhanden (Abb. 5a). Große Piercing-Zellen schienen zunächst durch den Verlust von NvSox2 unbeeindruckt zu sein, da es keine erkennbare Veränderung in der Verteilung dieser Zellen oder der Expression von PaxA oder Mcol1 in den Tentakelspitzen gab (Abb. 2i, k); Indem wir jedoch ein H2O2-konjugiertes Tyramid zur Markierung der Harpunen durchdringender Zellen verwenden, zeigen wir, dass die mutierten Tiere eine abweichende Harpunenmorphologie aufweisen (Abb. 5b). Insbesondere schien der proximale Teil der Harpune in den großen Durchstechzellen mutierter Tiere geschlungen zu sein, im Vergleich zur geraden Harpune, die man in Wildtyp-Polypen findet. Um Veränderungen in der Häufigkeit durchdringender Zellen in der Tentakelspitze zu beurteilen, haben wir die Anzahl der markierten Harpunen im Verhältnis zur Gesamtzahl der Kerne gezählt und einen signifikanten Verlust (~ 20 %) an durchdringenden Zellen bei mutierten Tieren festgestellt (Abb. 5c). Dieses Ergebnis steht im Einklang mit der Umwandlung der kleinen Stechzellen in den Tentakelspitzen in robuste Fangzellen (Abb. 5a) und legt nahe, dass kleine Stechzellen etwa 20 % der Stechzellen in den Tentakelspitzen von Wildtyp-Tieren ausmachen. Um ihre abweichende Harpunenmorphologie weiter zu untersuchen, induzierten wir mithilfe eines Infrarot-Laserablationssystems (XY Clone, Hamilton Thorne, USA) die Entladung von Zellen, die die Tentakelspitze durchdringen, sowohl bei Wildtyp- als auch bei mutierten Polypen (Ergänzungsfilme 1, 2). Die Untersuchung der entladenen Piercingzellen legte nahe, dass der Schleifenphänotyp der Mutanten auf die Verlängerung der Harpune zurückzuführen ist (Abb. 5d, e). Um diesen Effekt zu quantifizieren, haben wir die Länge der Harpune und die Länge der Kapsel in abgesonderten Nesselzellen aus den Tentakelspitzen von Wildtyp- und mutierten Polypen gemessen und konnten einen signifikanten Anstieg (~50 %) in der Länge der Harpune bei mutierten Polypen feststellen Tiere (Abb. 5f).

a Große durchdringende Zellen (falsch gefärbt gelb) sind in den Tentakelspitzen sowohl von Wildtyp-Tieren (N = 5) als auch von NvSox2-Mutantentieren (N = 4) vorhanden. Kleine Stechzellen (blau) und robuste Spirozyten (orange) sind ebenfalls angedeutet. Die Farben entsprechen Abb. 2b. b Harpunen (Magenta) aus großen Piercingzellen in NvSox2-Mutanten weisen eine abweichende (Schleifen-)Morphologie auf. Kerne – weiß (DAPI). c Die Häufigkeit durchdringender Zellen ist in den Tentakelspitzen von NvSox2-Mutanten deutlich geringer als bei Wildtypen (Mann-Whitney U, p = 1,6E-4). N = 11 Primärpolypen pro Behandlung. d Standbilder aus Videos der laserinduzierten Nesselzellentladung (Zusatzfilme S1 und S2). Weiße Pfeilspitzen markieren den Übergang von der Harpune zum Tubulus. Der rot eingekreiste Bereich zeigt das Laserziel (bewegt nach der Entladung). e Große durchdringende Zellen nach induzierter Entladung; Kapsel, Harpune und Tubulus sind falsch gefärbt. Die Tubuli entladen sich nicht vollständig und erscheinen bei Mutanten kurz. f Harpunen sind in großen Piercingzellen mutierter Tiere deutlich länger als Wildtypen (Mann-Whitney U, p = 2,1E-13). Anzahl der analysierten Zellen: N = 57 (Wildtyp), N = 41 (Mutante). g Die Morphologie einer geschlungenen Harpune (weiße Pfeilspitze) ist in den makrobasischen Mastigophoren der Seeanemone Cylista elegans (N = 2 Individuen) vorhanden; Ein mikrobasischer Mastigophor derselben Art ist ebenfalls abgebildet. h Die Morphologie der mikrobasischen Mastigophoren (durchdringende Zellen) in den Mesenterien von N. vectensis wurde durch den Knockout von NvSox2 nicht beeinflusst (N = jeweils 6 Tiere). Harpunen (weiße Pfeilspitzen) sind wie in b gekennzeichnet. i Diagramm der Rolle von NvSox2 bei der Steuerung der Harpunenmorphogenese in großen Piercingzellen. Das Ausschalten von NvSox2 hat keinen Einfluss auf die Expression von PaxA oder Mcol1 in dieser Zelllinie, erhöht jedoch die Länge der Harpune (magentafarbenes Feld). Längliche Harpunen müssen geschlungen sein, damit sie in die Kapsel passen. Für alle Boxplots: Median – Mittellinie, 25. und 75. Perzentil – Box, 5. und 95. Perzentil – Whisker, Ausreißer – einzelne Punkte. Quelldaten werden als Quelldatendatei bereitgestellt. Fluoreszenzbilder wurden mithilfe von Fidschi hinsichtlich Kontrast und Helligkeit angepasst.

Die geschlungene Harpune der großen durchdringenden Zellen in den Tentakelspitzen von NvSox2-Mutanten kopiert phänokopisch das geschlungene Erscheinungsbild der Harpune in einer Art von durchdringenden Zellen, die in anderen Arten von Seeanemonen zu finden sind: dem makrobasischen Mastigophor34. In makrobasischen Piercingzellen ist die Harpune länger als die Kapsel, in der sie enthalten ist, sodass die Harpune eine Schleife bilden muss, um in die Kapsel zu passen. Dieser Zustand wird durch einen makrobasischen Mastigophor aus der Seeanemone Cylista elegans demonstriert (Abb. 5g). Im Gegensatz dazu entwickeln mikrobasische Zellen eine Harpune, die kürzer als die Länge der Kapsel ist, sodass die Harpune vollständig in die Kapsel passt, ohne sich zu schlingen. Bei N. vectensis sind alle Mastigophoren mikrobasisch und kommen nur in den ektodermalen Epithelien des Verdauungstrakts vor (Abb. 2b). Das Ausschalten von NvSox2 hatte keinen Einfluss auf die Größe der Mastigophor-Harpunen in N. vectensis, da alle Mastigophoren sowohl bei Wildtyp- als auch bei mutierten Tieren die mikrobasische Morphologie beibehielten (Abb. 5h). Während die Rolle von NvSox2 beim Vorantreiben der Verlängerung der Harpune auf die großen durchdringenden Zellen (basitrichous isorhizas) in N. vectensis beschränkt zu sein scheint, stellt diese Einzelgenkontrolle der Harpunenentwicklung (Abb. 5I) einen Mechanismus bereit, durch den die makrobasische Der Harpunenzustand könnte sich mehrfach unabhängig voneinander bei anderen Arten von Nesselzellen entwickelt haben35.

Sox-Gene sind in tierischen Genomen allgegenwärtig und gruppieren sich in 8 Hauptgruppen (SoxA-SoxH)19, von denen mindestens vier wahrscheinlich im gemeinsamen Vorfahren von Nesseltieren und Wirbeltieren (SoxB, SoxC, SoxE, SoxF) vorhanden waren. Frühere phylogenetische Analysen von Sox-Genen aus N. vectensis haben gezeigt, dass NvSox2 entweder ein Nesseltier-spezifisches Ortholog20 oder ein Mitglied der SoxB-Klade24,36,37 ist. Um diese Hypothesen weiter zu testen, haben wir eine Maximum-Likelihood-Phylogenie von Sox-Genen von 15 Nesseltieren und 6 Bilateriern erstellt (Ergänzende Abbildung 5; Ergänzende Daten 1). Mit dieser umfangreichen Taxon-Stichprobe finden wir starke Unterstützung für die Monophylie einer Gruppe, einschließlich NvSox2-Orthologe von Korallen und Seeanemonen, aber schwache Unterstützung für die Verbindung der NvSox2-Gruppe mit allen bekannten bilateralen Sox-Genen. Darüber hinaus finden wir keine Hinweise auf ein Ortholog von NvSox2 in Medusozoen, Oktokoralen oder Cerianthiden (Röhrenanemonen), was darauf hindeutet, dass NvSox2 im Stammvorfahren von Korallen und Seeanemonen (Nicht-Cerianthiden-Hexacoralen) entstand, nach der Entstehung von Fangzellen (Spirozyten). ) (Abb. 1m).

Obwohl angenommen wurde, dass es sich bei kleinen und großen Stechzellen um zwei Größenklassen desselben Zelltyps handelt25, zeigen wir, dass es sich tatsächlich um zwei molekular unterschiedliche Arten von Nesselzellen handelt. In Abwesenheit von NvSox2 nahmen die kleinen durchdringenden Zellen eine neue (umgarnende) Identität an (Abb. 6a), aber der Verlust von NvSox2 reichte nicht aus, um die Zellidentität in großen durchdringenden Zellen zu ändern. Somit ist NvSox2 für die Entwicklung einer Reihe von Merkmalen erforderlich, die mit dem Piercing-Phänotyp in kleinen Piercing-Zellen verbunden sind (z. B. Basalstacheln und eine dicke Kapsel mit apikalen Lappen) (Abb. 3) und nur ein einziges Merkmal (Harpunenlänge) in großen Zellen Piercingzellen (Abb. 5). Evolutionär gesehen scheint die Integration von NvSox2 in die robuste Ensnaring-Zelllinie den parallelen Ursprung des Piercing-Cell-Phänotyps ermöglicht zu haben (Abb. 6b). Entscheidend ist, dass dies darauf hindeutet, dass stechende Zellen („Nematozyten“) und stechende Zellen („Spirozyten“) phylogenetisch nicht so unterschiedlich sind wie früher angenommen, sondern stattdessen zwei alternative Schicksale stechender Zellen darstellen, die von einem einzigen Gen gesteuert werden.

Für die Spezifikation kleiner Piercingzellen (Nematozyten, blau) ist ein NvSox2 erforderlich. verfangende Zellen (Spirozyten, Magenta) werden in Abwesenheit von NvSox2 spezifiziert. b Ein Szenario für die evolutionäre Kooptation einer ursprünglichen Fangzelle mit einer Kapsel und einem umstülpbaren Tubulus, um eine durchdringende Zelle mit einer dicken Kapselwand, apikalen Klappen, einer stacheligen Harpune und einem Tubulus zu erzeugen. c Seeanemonen der Gattung Edwardsiella veranschaulichen mögliche Rollen von NvSox2 bei der Steuerung von Übergängen zwischen durchdringenden Zellen und umschlingenden Zellen während der Anpassung an verschiedene Lebensräume. E. ignota und E. andrillae sind Schwestertaxa; E. ignota gräbt sich in Sand/Schlamm ein und hat durchdringende Zellen in seiner Körperwand, und E. andrillae gräbt sich in Meereis ein und hat verfangende Zellen in seiner Körperwand. E. lineata und E. carnea wechseln beide zwischen einem freilebenden Zustand (in Sand/Schlamm graben) und einem parasitären Zustand ohne Tentakel; Diese Verschiebung spiegelt sich in einem Übergang zwischen Nesselzelltypen wider. Illustrationen zu Seeanemonen, modifiziert nach: Babonis, LS & Martindale, MQ PaxA, aber nicht PaxC, ist für die Entwicklung der Knidozyten in der Seeanemone Nematostella vectensis erforderlich. EvoDevo 8, 14 (2017) – CC BY 4.0. d Die Einzelgenhomöose liefert eine mechanistische Erklärung für die große und diskontinuierliche Variation der Nesselzelltypen, die in der Körperwand eng verwandter Nesseltiere aus verschiedenen Lebensräumen beobachtet werden. Fangzellen (Magenta Box) kommen überall in Steinkorallen, Seeanemonen und Röhrenanemonen vor und sind wahrscheinlich beim letzten gemeinsamen Vorfahren dieser Gruppe entstanden. Röhrenanemonen fehlt ein Ortholog von NvSox2, was darauf hindeutet, dass dieses Gen im Stammvorfahren von Hartkorallen und Seeanemonen entstanden ist. Der Einbau von NvSox2 in das Genregulationsnetzwerk, das die Entwicklung angestammter Fangzellen in der Körperwand einiger Seeanemonen (z. B. N. vectensis und E. ignota) vorantreibt, erklärt, warum diese Taxa nun durchdringende Zellen (Basitrichs; blaue Box) in der Körperwand haben wohingegen ihre nahen Verwandten (z. B. die mutierte N. vectensis bzw. E. andrillae) stattdessen Fangzellen haben. Die Kontrolle der Zellidentität durch ein einziges Gen könnte in ähnlicher Weise homöotische Übergänge in der stechenden Diversität dieser Gruppe vorantreiben. WT-Wildtyp.

Die homöotische Transformation der Zellidentität erklärt, wie sich die Zusammensetzung der Nesselzellen zweier eng verwandter Nesseltiere erheblich unterscheiden kann. Grabende Seeanemonen kommen in den unterschiedlichsten Lebensräumen vor und sind ein wertvolles Beispiel für dieses Phänomen (Abb. 6c). Während einige Arten in sandigen Lebensräumen vorkommen (wie Nematostella vectensis und Edwardsiella ignota), graben sich andere im Meereis ein (wie Edwardsiella andrillae)38. Ein evolutionärer Übergang von den robusten Fangzellen in der Körperwand von E. andrillae zu den kleinen Piercingzellen in der Körperwand von E. ignota könnte durch den Einbau des NvSox2-Orthologen in das genregulatorische Netzwerk erklärt werden, das die Entwicklung des Körpers vorantreibt Wandnesselzellen in E. ignota, aber nicht in E. andrillae. Ebenso durchlaufen die Schwesterarten E. lineata und E. carnea im Laufe ihres Lebens einen ökologischen Übergang von einem freilebenden Zustand (Wühlen in Sand/Schlamm) zu einem parasitären Zustand (Wühlen im Verdauungstrakt eines Ctenophors);39 Dies ist der Fall Der Übergang geht in diesen beiden unterschiedlichen Lebensstadien mit einer Transformation der Nesselzelltypen in der Körperwand einher. Piercingzellen finden sich in der Körperwand freilebender Individuen; Während die spezifische Identität der Nesselzellen in der Körperwand dieser Tiere während ihres Parasitenstadiums diskutiert wurde, sind sie in ihrer Morphologie den robusten Nesselzellen, die in unseren NvSox2-Mutanten identifiziert wurden, sehr ähnlich. Dies deutet darauf hin, dass ein ähnliches homöotisches Einzelzellereignis die Verschiebung der Nesselzellidentität regulieren könnte, die mit den variablen Lebensräumen jedes Lebensstadiums verbunden ist. Dieses Szenario könnte auch die zahlreichen Übergänge zwischen verschiedenen Nesselzelltypen erklären, die in der Körperwand anderer grabender Seeanemonen vorkommen, die in einzigartige Lebensräume eindringen, und eine Erklärung für die diskontinuierliche Variation der Nesselzelltypen liefern, die bei eng verwandten Arten in ganz Cnidaria zu finden sind (Abb. 6d). )40,41.

Wir haben gezeigt, dass das Ausschalten eines einzelnen Transkriptionsfaktors (NvSox2) dazu führte, dass durchdringende Zellen die Morphologie (Abb. 3) und molekulare Signatur (Abb. 2 und 4) von umgarnenden Zellen annahmen und dass diese mutierten Zellen die Fähigkeit zur Entladung behalten. Zusammengenommen bestätigen diese Ergebnisse, dass diese Mutation funktionell relevant und daher eine echte homöotische Transformation ist7. Wichtig ist, dass die Transformation zur Wiederherstellung eines Typs von Fangzellen führte, der beim Vorfahren der Abstammungslinie, aus der Nematostella vectensis hervorging, verloren gegangen war. Somit haben wir einen Sonderfall der Homöose gezeigt: Einzelzell-Atavismus oder die Wiederherstellung eines angestammten Zelltyps in einer modernen Art. Da dies der erste Beweis für Atavismus bei einem Nesseltier ist, deuten unsere Ergebnisse darauf hin, dass die homöotische Kontrolle des Zellschicksals ein uralter Mechanismus ist, der seit dem letzten gemeinsamen Vorfahren von Nesseltieren und Bilateriern vor über 800 MYA zur Ausweitung der Artenvielfalt beigetragen hat42.

Unsere Fähigkeit, einen angestammten Zelltyp durch Manipulation eines einzelnen Gens wiederzubeleben, zeigt, wie Homöose Entwicklungsflexibilität mit Selektionsdruck der Umwelt verbindet, um die Entstehung neuer Zelltypen voranzutreiben. Insbesondere die Fähigkeit, die funktionellen Eigenschaften angestammter Zelltypen unter Beibehaltung der Anweisungen für ihre Spezifikation zum Schweigen zu bringen, ermöglicht Tieren extreme Flexibilität bei der Erkundung neuer Lebensräume. Als weitere Unterstützung dieser Idee wurde festgestellt, dass ein einzelnes regulatorisches Gen eine homöotische Verschiebung im Farbmuster der Schmetterlingsflügel steuert und damit einen Mechanismus bereitstellt, durch den eine schnelle morphologische Evolution stattfinden kann, wenn ein mehrzelliger Phänotyp durch einen einzelnen genetischen Schalter gesteuert wird43. Diese Beispiele zeigen, wie die Fähigkeit, mit einem einzigen Gen aus mehreren möglichen Zellidentitäten auszuwählen, effiziente Möglichkeiten zur Anpassung an lokale Bedingungen schaffen kann. Die Fähigkeit, stummgeschaltete Zelltypen neu einzusetzen, könnte daher ein weit verbreiteter, aber unterschätzter makroevolutionärer Mechanismus zur Erzeugung von Zelltypvielfalt bei Tieren sein.

Die Beobachtung, dass NvSox2 die Harpunenmorphogenese – nicht die Spezifikation – in großen Stechzellen kontrolliert, fasst die phänotypische Variation zusammen, die in einer anderen Abstammungslinie von Nesselzellen (Mastigophoren; Abb. 5) beobachtet wurde. Die Tatsache, dass NvSox2 nur die Länge der Harpune in großen Piercingzellen kontrolliert, legt nahe, dass es möglich sein sollte, einzelne Gene zu finden, die in ähnlicher Weise die Morphologie der Stacheln, die Anzahl der Widerhaken, die Zusammensetzung der Kapselwand und die Form der Harpune steuern apikale Strukturen. Tatsächlich identifizierte eine kürzlich durchgeführte Studie zur Funktion durchdringender Zellen bei N. vectensis ein Spinalin-ähnliches Protein44 als spezifischen Bestandteil der Harpune45. Zukünftige Studien, die die regulatorischen Beziehungen von Transkriptionsfaktoren wie NvSox2 und Effektorgenen, die die Harpunenmorphologie steuern, einschließlich Spinalin-ähnlicher, auf Einzelzellbasis untersuchen, werden eine einzigartige Gelegenheit bieten, die evolutionäre Diversifizierung jedes einzelnen Nesselzelltyps zu rekonstruieren und dazu zu führen ein tieferes Verständnis dafür, wie Genregulationsnetzwerke entstehen. Ähnlich wie bei der modularen Kontrolle der neuronalen Identität, die anhand von Nematoden46 beschrieben wurde, erklärt dieses Rahmenwerk, wie die Evolution Gene, die feine Aspekte des subzellulären Phänotyps steuern, kombinieren und anpassen könnte, um die vielfältige Reihe von Zelltypen zu erzeugen, die die Artenvielfalt der Tiere steuern, und bietet ein Modell zur Charakterisierung der Evolution anderer neuartiger Organellen.

Der NvSox2-Locus wurde mithilfe einer Modifikation von zwei veröffentlichten CRISPR/Cas9-Protokollen47,48 gelöscht. Kurz gesagt wurden fünf Leit-RNAs entwickelt, um auf verschiedene Stellen im NvSox2-Locus abzuzielen, vier in der kodierenden Sequenz und eine in der 5'-UTR (ergänzende Abbildung 1, Tabelle 1). Guide-RNAs wurden von Synthego (USA) gekauft und gemäß den Anweisungen des Herstellers in nukleasefreiem Wasser (Synthego) auf 30 μM rekonstituiert. Cas9-Protein (PNABio CP01-50) wurde gemäß den Anweisungen des Herstellers in nukleasefreiem Wasser (Ambion AM9937) auf 1 mg/ml rekonstituiert. Guide-RNAs wurden mit Cas9 in einem Verhältnis von 5:4 (Vol.:Vol.) gRNA:Cas9 gemischt, 10 Minuten bei Raumtemperatur inkubiert und mit 0,2 mg/ml Alexa-555-RNAse-freiem Dextran (Invitrogen D34679) in Zygoten injiziert. und nukleasefreies Wasser (Ambion). Um festzustellen, ob es unspezifische Wirkungen von Guide-RNAs oder Cas9 gab, wurden Kontrollembryonen Guide-RNAs, aber kein Cas9-Protein oder nur Cas9-Protein injiziert. Diese Tiere entwickelten sich normal und wurden nicht weiter untersucht. Mosaik-F0-NvSox2-mutierte Embryonen wurden bei 16 °C bis zur Fortpflanzungsreife gezüchtet und erzeugt, um die F1-Generation zu erzeugen. Genomische DNA wurde aus Tentakelspitzen von F1-Polypen extrahiert und sequenziert, um auf Mutationen zu prüfen. Bei einem F1-Weibchen und einem F1-Männchen wurden signifikante Deletionen im NvSox2-Locus festgestellt (ergänzende Abbildung 1) und sie wurden zur Erzeugung der F2-Generation verwendet. Alle weiteren Zell-/Gewebeanalysen wurden in der F2-Generation durchgeführt.

Um die Auswirkungen des NvSox2-Knockouts auf die Entwicklung von Nesselzellen zu untersuchen, wurden unreife Nesselzellen über Nacht bei 4 °C mit einem Antikörper markiert, der gegen Minikollagen-4 (α-Mcol4)25,26 gerichtet ist und 1/1000 in normalem Ziegenserum (Sigma G9023) verdünnt wurde ( Ergänzende Abbildung 4) und reife Nesselzellen (nur Piercingzellen) wurden 30 Minuten lang bei 25 °C in hochkonzentriertem DAPI (143 μM in PBS mit 0,1 % Tween und 10 mM EDTA) markiert25,26,49. Die embryonale Expression von NvSox2, PaxA, Mcol1 und CaluF wurde mithilfe der In-situ-Hybridisierung (ISH) nach etablierten Protokollen untersucht50,51. Um eine zweifarbige fluoreszierende ISH zu erreichen, wurden die Proben gleichzeitig über Nacht bei 63 °C in Digoxygenin- und Fluorescein-markierten mRNA-Sonden inkubiert. Die Sonden wurden dann nacheinander mit Anti-DIG/POD- und Anti-FL/POD-Antikörpern nachgewiesen (Roche 11207733910, 11426346910). ) und Fluorescein- oder Cy3-gekoppeltes Tyramid.

Sich entwickelnde Tiere wurden zur Untersuchung im Tentakelknospenstadium fixiert (240 Stunden nach der Befruchtung bei 16 °C). Um Mcol1-mRNA und Mcol4-Protein gemeinsam zu lokalisieren, führten wir eine fluoreszierende ISH und anschließende Immunhistochemie in denselben Geweben durch . Markierte Gewebe wurden dann in Glycerin auf Objektträger montiert, mit einem konfokalen Zeiss 710-Mikroskop abgebildet und Z-Stapel wurden mit der Imaris-Software Version 7.6.1 (Oxford Instruments, USA) in 3D-Bilder gerendert. Die interessierenden Bereiche wurden mit dem Zuschneidewerkzeug in Imaris abgegrenzt und die markierten Zellen wurden mit dem Auge in einem 100 × 100 um großen quadratischen Bereich von Interesse oberhalb der Tentakelknospen gezählt. Wir verglichen die Anzahl der mit α-Mcol4 markierten Zellen in Wildtyp- und NvSox2-Mutanten mithilfe eines zweiseitigen Mann-Whitney-U-Tests und fanden keinen signifikanten Unterschied in der Gesamtzahl der α-Mcol4-markierten Zellen (p = 0,623176). Anschließend zählten wir die Anzahl der Zellen in derselben interessierenden Region, die Mcol1 und Mcol4 gemeinsam exprimierten, und stellten einen signifikanten Rückgang der NvSox2-Mutanten im Vergleich zu Wildtyp-Tieren fest (p = 1,57E-4). Die Daten werden als Prozentsatz der mit α-Mcol4-Antikörper markierten Zellen dargestellt (Abb. 2l), die auch mit der Mcol1-mRNA-Sonde markiert wurden. Bei jeder Behandlung wurden N = 10 Tiere im Tentakelknospenstadium untersucht.

Um festzustellen, ob NvSox2 Teil des Genregulationsnetzwerks für Nesselzellen war, haben wir SoxB2 und PaxA mithilfe von Morpholinos (GeneTools, LLC) ausgeschaltet, die zuvor validiert wurden22,26 (Sequenzen in Tabelle 1 angegeben). Morpholinos wurden in nukleasefreiem Wasser (Ambion) auf 1 mM rekonstituiert und bis zum Tag der Verwendung gemäß den Anweisungen des Herstellers im Dunkeln gelagert. Am Tag der Injektion wurden Morpholinos (MOs) 10 Minuten lang auf 65 °C erhitzt, 1 Minute lang bei 25 °C zentrifugiert und in nukleasefreiem Wasser mit fluoreszierendem Dextran auf 0,9 mM auf eine Endkonzentration von 0,2 mg/ml verdünnt. Für die qPCR-Analyse wurden drei Replikate jeder Erkrankung (Wildtyp/nicht injiziert, Kontroll-MO, SoxB2 MO und PaxA MO), die drei unabhängige Injektionen an verschiedenen Tagen darstellten, mit der Delta-Delta-CT-Methode und dem PCR-Paket in der R-Statistik verglichen Computerumgebung52,53. Die Expressionswerte für die qPCR-Analyse werden als fache Änderung relativ zur Expression des Housekeeping-Genelongationsfaktors 1β (EF1β) dargestellt, normalisiert auf 1,0 in nicht injizierten Embryonen, und die statistische Signifikanz wurde aus dem Vergleich von SoxB2-MO-injizierten und PaxA-MO-injizierten Embryonen berechnet zur Kontrolle MO-injizierter Embryonen.

Die Größe und Häufigkeit mutierter Zellen wurde in dissoziierten Primärpolypen (4-Tentakel-Stadium) durch Kürbispräparation in N = 12 Polypen pro Zustand (Wildtyp und NvSox2-Mutante) gemessen. Jeder Polyp wurde in 7,14 % MgCl2 immobilisiert, in 4 % Paraformaldehyd in PBS mit 0,1 % Tween (PTw) für 2 Stunden bei 4 °C fixiert, ausgiebig in PTw gewaschen und einzeln in einer minimalen Menge Glycerin auf einem Glasobjektträger montiert. Ein Glasdeckglas wurde über das fixierte Gewebe gesenkt und gequetscht/verschmiert, um den fixierten Polypen zu lösen. Die Anzahl mutierter Zellen wird als Anzahl mutierter Zellen im Verhältnis zur Anzahl durchdringender Zellen dargestellt, die gleichzeitig in drei nicht überlappenden visuellen Transekten durch das dissoziierte Gewebe gezählt wurden. Die Zellgrößen wurden in nicht überlappenden Bildern beurteilt, die entlang dieser Transekte mit dem Messwerkzeug in Fiji v 1.53 f (ImageJ) aufgenommen wurden9.

Für diese Studie wurde eine Methode zur Markierung von Harpunen (dem basalen stacheligen Teil der umstülpbaren Tubuli in Piercingzellen) mit Cy3-gekoppeltem Tyramid entwickelt. Primäre Polypen wurden 1 Minute lang bei 25 °C in 4 % Paraformaldehyd in PTw mit 0,2 % Glutaraldehyd und 1 Stunde lang bei 4 °C in 4 % Paraformaldehyd in PTw fixiert. Fixierte Gewebe wurden zweimal in nukleasefreiem Wasser gewaschen, um PTw zu entfernen, und bis zur Verwendung in 100 % Methanol bei –20 °C gelagert. Zur Färbung wurden die Gewebe langsam aus Methanol in PTw rehydriert und dann dreimal (jeweils 20 Minuten) in PTx (PBS mit 0,2 % Triton) und dreimal (jeweils 20 Minuten) in 3 % H2O2 bei 25 °C gewaschen. Anschließend wurden die Gewebe gewaschen dreimal (jeweils 10 Min.) in PTw, um überschüssiges H2O2 zu entfernen und in 0,2 % Tyramid-Cy3 (mit 0,001 % H2O2) für 45 Min. im Dunkeln inkubiert. Überschüssiges Tyramid und H2O2 wurden durch drei Wäschen in PTw entfernt und Polypen wurden 30 Minuten lang mit 1 uM DAPI gegengefärbt, bevor sie auf Glasobjektträgern in Glycerin montiert und unter einem mit Tonfüßen stabilisierten Deckglas leicht komprimiert wurden. Die Bildgebung wurde am selben Tag wie die Beschriftung auf einem Konfokalgerät Zeiss 710 durchgeführt. Z-Stapel wurden mit Imaris in 3D-Bilder gerendert und interessierende Bereiche wurden mit dem Zuschneidewerkzeug abgegrenzt. Markierte Harpunen von N = 11 Polypen pro Zustand (Wildtyp oder Mutante) wurden mit dem Auge gezählt und die Kerne wurden automatisch mit dem Spots-Tool gezählt. Harpunengröße und Kapselgröße wurden in nicht überlappenden Bildern von Tentakelspitzen gemessen, die nach der laserinduzierten Entladung von Nesselzellen mit dem Messwerkzeug in Fidschi aufgenommen wurden54.

Um die Freisetzung von Nesselzellen zu induzieren, wurden junge Polypen (6-Tentakel-Stadium) 5 Minuten lang in 7,14 % MgCl2 immobilisiert und auf Glasobjektträgern montiert und unter mit Tonfüßen stabilisierten Deckgläsern leicht komprimiert. Ein Infrarot-Laserablationssystem (XY Clone, Hamilton Thorne), montiert auf dem 20X-Objektiv eines Zeiss-Axioskops, wurde verwendet, um die Entladung von Nesselzellen an der Tentakelspitze mit 100 % Leistung und einem 500-us-Impuls zu induzieren.

Vor Beginn der Analysen wurden die Experimente geplant und in einem Phylotocol55 beschrieben. Spätere Änderungen der Analysen wurden in diesem Dokument vermerkt und begründet. Viele Gene außer Sox-Genen enthalten eine HMG-Box, sodass die Suche nach Sox-Genen nur unter Verwendung des HMG-Hidden-Markov-Modells (HMM) viele Nicht-Zielsequenzen ergab. Um Sox-Gene gezielt zu identifizieren, haben wir aus einem veröffentlichten Sox-Gen-Alignment56 ein benutzerdefiniertes HMG-HMM generiert, nachdem wir die Fremdgruppensequenzen (Tcf/Lef und Capicua/CIC) mit hmmbuild (hmmer.org) entfernt hatten. Anschließend verwendeten wir dieses benutzerdefinierte HMM, um in übersetzten Transkriptomen von 15 Nesseltieren und sechs Bilateriern nach Sox-Genen zu suchen. Die von uns verwendeten Abkürzungen für die Nesseltier-Taxa lauten wie folgt: Aala – Alatina alata, Adig – Acropora digitifera, Amil – Acropora millepora, Epal – Exaiptasia pallida, Avan – Atolla vanhoeffeni, Ccrux – Calvadosia cruxmelitensis, Came – Ceriantheopsis americana, Chem – Clytia hemisphaerica, Cxam – Cassiopea xamachana, Elin – Edwardsiella lineata, Hech – Hydractinia echinata, Hmag – Hydra magnipapillata, Hsan – Haliclystus sanjuanensis, Nvec – Nematostella vectensis, Rren – Renilla reniformis; und für Bilateralier: Bflo – Branchiostoma floridae, Cint – Ciona intestinalis, Cele – Caenorhabditis elegans, Dmel – Drosophila melanogaster, Hsap – Homo sapiens, Lgig – Lottia gigantea, Spur – Strongylocentrotus purpuratus. Wir haben dieses benutzerdefinierte HMM in Kombination mit unserem hmm2aln-Skript (https://github.com/josephryan57) verwendet, um ein Alignment zu generieren, das die Originalsequenzen enthielt, die zur Generierung des HMM verwendet wurden. Anschließend haben wir alle Ctenophor-, Schwamm- und Placozoan-Sequenzen aus dieser Ausrichtung entfernt und Bäume generiert.

Die phylogenetische Analyse wurde gemäß einem veröffentlichten Protokoll58 durchgeführt. Kurz gesagt, wir haben die Modellfinderfunktion mit IQ-TREE verwendet, um das beste Substitutionsmodell für die Ausrichtung zu identifizieren (bereitgestellt als Ergänzungsdaten 1). Anschließend führten wir parallel drei Maximum-Likelihood-Analysen durch, wobei wir RAxML mit 25 Startbäumen mit maximaler Sparsamkeit, RAxML mit 25 zufälligen Startbäumen und einen Standardlauf mit IQ-TREE verwendeten. Anschließend verglichen wir die Maximum-Likelihood-Werte aus den Ausgaben aller drei Analysen, um den besten Baum auszuwählen, und führten 1000 schnelle Bootstraps mit RAxML zur Zweigunterstützung durch. Die endgültige Baumdatei wurde zur Präsentation in FigTree v1.4 (http://tree.bio.ed.ac.uk/software/figtree/) und Adobe Illustrator v 24.1.1 geändert.

Paarweise Vergleiche der Zähldaten (Abb. 2j, l, Abb. 3n und Abb. 5c, f) wurden mit einem zweiseitigen Mann-Whitney-U-Test in Microsoft Excel v 2122 analysiert. Morphometrische Analysen der Größe der Fangzellen (Abb . 3l–n) wurden mit ANCOVA oder ANOVA mit einer Bonferroni-Post-hoc-Analyse durchgeführt und qPCR-Daten wurden mit der Delta-Delta-CT-Methode und dem PCR-Paket in R (v 4.2.1)52,53 analysiert. Elektronenmikroskopische Aufnahmen reifer Nesselzellen von Wildtyp-Tieren (Abb. 1, Abb. 3c–f) sind repräsentative Bilder von mindestens drei Zellen des angegebenen Typs (Nematozyten, Spirozyten oder Ptychozyten), die von mindestens zwei Individuen entnommen wurden. Elektronenmikroskopische Aufnahmen von NvSox2-Mutanten (Abb. 3g – k) sind repräsentative Bilder von mindestens zwei Zellen von zwei Individuen. Genaue Anzahl der abgebildeten Zellen von jedem Individuum: Abb. 3g (N = 6,15), Abb. 3h (N = 12,15), Abb. 3i (N = 2,2), Abb. 3j (N = 5, 7), Abb.3k (N = 4,5), Abb. 4g (N = 9,10), Abb. 4h (N = 5,7), Abb. 4i (N = 7,8).

Weitere Informationen zum Forschungsdesign finden Sie in der mit diesem Artikel verlinkten Nature Portfolio Reporting Summary.

Alle im Rahmen dieser Studie generierten oder analysierten Daten, einschließlich der Quelldaten, sind in diesem veröffentlichten Artikel (und seinen ergänzenden Informationsdateien) enthalten. Transgene Tiere werden auf Anfrage dem entsprechenden Autor zur Verfügung gestellt, bis eine Materialtransfervereinbarung abgeschlossen ist. Quelldaten werden mit diesem Dokument bereitgestellt.

Wir haben ein benutzerdefiniertes Skript (hmm2aln) verwendet, um HMMs für die phylogenetische Analyse auszurichten. Dieses Skript ist verfügbar unter: https://github.com/josephryan57.

Arendt, D. et al. Der Ursprung und die Entwicklung von Zelltypen. Nat. Rev. Genet. 17, 744–757 (2016).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Wagner, GP Evolutionäre Innovationen und Neuheiten: Kommen wir zur Sache! Zool. Anz. J. Comp. Zool. 256, 75–81 (2015).

Google Scholar

Bateson, W. Materialien zur Untersuchung von Variationen, behandelt unter besonderer Berücksichtigung der Diskontinuität bei der Entstehung von Arten (Macmillan und Co, 1894).

Sattler, R. Homöose bei Pflanzen. Bin. J. Bot. 75, 1606–1617 (1988).

Artikel Google Scholar

Kramer, EM in Current Topics in Developmental Biology Band 131 (Hrsg. Grossniklaus, U.) Kap. 9 (Academic Press, 2019).

Carroll, SB Homöotische Gene und die Evolution von Arthropoden und Chordaten. Nature 376, 479–485 (1995).

Artikel ADS CAS PubMed Google Scholar

Arlotta, P. & Hobert, O. Homöotische Transformationen neuronaler Zellidentitäten. Trends Neurosci. 38, 751–762 (2015).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Mariscal, RN in Coelenterate Biology: Reviews and New Perspectives (Hrsg. Muscatine, V. & Lenhoff, HM) 129–178 (Academic Press, 1974).

Fautin, DG Strukturelle Vielfalt, Systematik und Evolution der Nesseltiere. Toxicon 54, 1054–1064 (2009).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Kayal, E. et al. Die Phylogenomik bietet eine fundierte Topologie der wichtigsten Abstammungslinien der Nesseltiere und Einblicke in die Ursprünge der wichtigsten Merkmale von Organismen. BMC Evol. Biol. 18, 68 (2018).

Artikel PubMed Central Google Scholar

Mariscal, RN in Biologie der Haut: Wirbellose Bd. 1. (Hrsg. Bereiter-Hahn, J., Matoltsy, G. & Richards, KS) 57–68 (Springer-Verlag Press, 1984).

Watson, GM & Mire-Thibodeaux, P. in International Review of Cytology Vol. 156 (Hrsg. Jeon, KW & Jarvik, J.) 275–300 (Academic Press, 1994).

Holstein, T. & Tardent, P. Eine Ultrahochgeschwindigkeitsanalyse der Exozytose: Nematozystenausfluss. Science 223, 830–833 (1984).

Artikel ADS CAS PubMed Google Scholar

Nüchter, T., Benoit, M., Engel, U., Özbek, S. & Holstein, TW Kinetik der Nematozystenentladung im Nanosekundenbereich. Curr. Biol. 16, R316–R318 (2006).

Artikel PubMed Google Scholar

David, CN et al. Evolution komplexer Strukturen: Minikollagene formen die Nesselnematozyste. Trends Genet. 24, 431–438 (2008).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Dunn, DF in Biology of the Antarctic Seas XIV Vol. 39 (Hrsg. Kornicker, LS) 1–67 (Antarctic Research Series, 1983).

Mariscal, RN, McLean, RB & Hand, C. Die Form und Funktion von Nessel-Spirozysten. 3. Ultrastruktur des Fadens und die Funktion von Spirozysten. Zellgeweberes. 178, 427–433 (1977).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Mariscal, RN, Conklin, EJ & Bigger, CH Die Ptychozyste, eine wichtige neue Kategorie von Cnida, die von einer Ceriantid-Anemone beim Röhrenbau verwendet wird. Biol. Stier. 152, 392–405 (1977).

Artikel Google Scholar

Sie, Z.-Y. & Yang, W.-X. Transkriptionsfaktoren der Sox-Familie, die an verschiedenen zellulären Ereignissen während der Entwicklung beteiligt sind. EUR. J. Cell Biol. 94, 547–563 (2015).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Magie, CR, Pang, K. & Martindale, MQ Genomisches Inventar und Expression von Sox- und Fox-Genen im Nesseltier Nematostella vectensis. Entwickler Gene Evol. 215, 618–630 (2005).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Jager, M., Quéinnec, E., Le Guyader, H. & Manuel, M. Mehrere Sox-Gene werden in Stammzellen oder in differenzierenden neurosensorischen Zellen im Hydrozoon Clytia hemisphaerica exprimiert. EvoDevo 2, 12 (2011).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Richards, GS & Rentzsch, F. Transgene Analyse eines SoxB-Gens enthüllt neurale Vorläuferzellen im Nesseltier Nematostella vectensis. Entwicklung 141, 4681–4689 (2014).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Watanabe, H. et al. Aufeinanderfolgende Wirkungen von β-Catenin und Bmp strukturieren das orale Nervennetzwerk in Nematostella vectensis. Nat. Komm. Rev. 5, 5536 (2014).

Artikel ADS CAS PubMed Google Scholar

Flici, H. et al. Ein evolutionär konservierter SoxB-Hdac2-Crosstalk reguliert die Neurogenese bei einem Nesseltier. Cell Rep. 18, 1395–1409 (2017).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Zenkert, C., Takahashi, T., Diesner, M.-O. & Özbek, S. Morphologische und molekulare Analyse des Nematostella vectensis cnidom. PLoS ONE 6, e22725 (2011).

Artikel ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Babonis, LS & Martindale, MQ PaxA, aber nicht PaxC, ist für die Entwicklung der Nesselzellen in der Seeanemone Nematostella vectensis erforderlich. EvoDevo 8, 14 (2017).

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Stephenson, TA in The British Sea Anemones Vol. 2 1–426 (Dulau & Co, Ltd, 1935).

Frank, P. & Bleakney, JS Histologie und sexuelle Fortpflanzung der Anemone Nematostella vectensis Stephenson 1935. J. Nat. Hist. 10, 441–449 (1976).

Artikel Google Scholar

Reft, AJ & Daly, M. Morphologie, Verteilung und Entwicklung der apikalen Struktur von Nematozysten in Hexacoralia. J. Morphol. 273, 121–136 (2012).

Artikel PubMed Google Scholar

Reft, AJ, Westfall, JA & Fautin, DG Bildung der apikalen Klappen in Nematozysten von Seeanemonen (Cnidaria: Actiniaria). Biol. Stier. 217, 25–34 (2009).

Artikel PubMed Google Scholar

Mariscal, RN, Bigger, CH & McLean, RB Die Form und Funktion von Nesseltier-Spirozysten 1. Ultrastruktur der Kapselaußenseite und Beziehung zur sensorischen Oberfläche des Tentakels. Zellgeweberes. 168, 465–474 (1976).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Mariscal, RN & McLean, RB Die Form und Funktion von Nessel-Spirozysten 2. Ultrastruktur der Kapselspitze und -wand und Mechanismus der Entladung. Zellgeweberes. 169, 313–321 (1976).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Ganot, P. et al. Anpassungen an die Endosymbiose in einer Nesseltier-Dinoflagellaten-Assoziation: differenzielle Genexpression und spezifische Genduplikationen. PLoS Genet. 7, e1002187 (2011).

Artikel CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Cutress, CE Eine Interpretation der Struktur und Verbreitung von Cnidae in Anthozoa. Syst. Zool. 4, 120 (1955).

Artikel Google Scholar

Rodriguez, E., López-González, P. & Daly, M. Neue Familie von Seeanemonen (Actiniaria, Acontiaria) aus tiefen Polarmeeren. Polar Biol. 32, 703–717 (2009).

Artikel Google Scholar

Shinzato, C. et al. Sox-Gene in der Koralle Acropora millepora: Unterschiedliche Expressionsmuster spiegeln Unterschiede in den Entwicklungsmechanismen innerhalb der Anthozoa wider. BMC Evol. Biol. 8, 311 (2008).

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Royo, JL et al. Transphyletische Erhaltung des entwicklungsregulatorischen Zustands in der Tierentwicklung. Proz. Natl Acad. Wissenschaft. 108, 14186–14191 (2011).

Artikel ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Daly, M., Rack, F. & Zook, R. Edwardsiella andrillae, eine neue Seeanemonenart aus antarktischem Eis. PLoS One 8, e83476 (2013).

Artikel ADS PubMed PubMed Central Google Scholar

Reitzel, AM, Sullivan, JC & Finnerty, JR Qualitative Verschiebung zur indirekten Entwicklung bei der parasitären Seeanemone Edwardsiella lineata. Integr. Komp. Biol. 46, 827–837 (2006).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Reitzel, AM, Daly, M., Sullivan, JC & Finnerty, JR Vergleichende Anatomie und Histologie von Entwicklungs- und Parasitenstadien im Lebenszyklus der Seeanemone Edwardsiella lineata. J. Parasitol. 95, 100–112 (2009).

Artikel PubMed Google Scholar

Östman, SC & Møller, LF Bruttomorphologie und Nesseln von Edwardsiella-Anemonen und -Larven (Anthozoa, Edwardsiidae) von der schwedischen Westküste. Acta Zool. https://doi.org/10.1111/azo.12376 (2021).

McFadden, CS et al. Phylogenomik, Herkunft und Diversifizierung von Anthozoen (Phylum Cnidaria). Syst. Biol. 70, 635–647 (2021).

Artikel PubMed Google Scholar

Zhang, L., Mazo-Vargas, A. & Reed, RD Ein einzelnes Master-Regulationsgen koordiniert die Evolution und Entwicklung der Schmetterlingsfarbe und des Schillerns. Proz. Natl Acad. Wissenschaft. USA 114, 10707–10712 (2017).

Artikel ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Koch, AW et al. Spinalin, ein neues glycin- und histidinreiches Protein in den Stacheln von Hydra-Nematozysten. J. Cell Sci. 111, 1545–1554 (1998).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Karabulut, A. et al. Die Architektur und der Funktionsmechanismus eines Nesselorganells. Nat. Komm. 13, 3494 (2022).

Artikel ADS CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Hobert, O. & Kratsios, P. Neuronale Identitätskontrolle durch terminale Selektoren in Würmern, Fliegen und Akkordaten. Curr. Meinung. Neurobiol. 56, 97–105 (2019).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Ikmi, A., McKinney, SA, Delventhal, KM & Gibson, MC TALEN und CRISPR/Cas9-vermittelte Genombearbeitung im früh verzweigten Metazoon Nematostella vectensis. Nat. Komm. 5, 5486 (2014).

Artikel ADS CAS PubMed Google Scholar

Servetnick, MD et al. Die Cas9-vermittelte Entfernung von Nematostella brachyury stört die Endodermentwicklung, die Pharynxbildung und die oral-aborale Musterung. Entwicklung 144, 2951–2960 (2017).

CAS PubMed PubMed Central Google Scholar

Szczepanek, S., Cikala, M. & David, CN Poly-γ-glutamat-Synthese während der Bildung von Nematozystenkapseln in Hydra. 115, 745–51 (2002).

Rentzsch, F. et al. Asymmetrische Expression der BMP-Antagonisten Chordin und Gremlin in der Seeanemone Nematostella vectensis: Implikationen für die Entwicklung der axialen Musterung. Entwickler Biol. 296, 375–387 (2006).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

Wolenski, FS, Layden, MJ, Martindale, MQ, Gilmore, TD & Finnerty, JR Charakterisierung der räumlich-zeitlichen Expression von RNAs und Proteinen in der Sternchen-Seeanemone Nematostella vectensis. Nat. Protokoll. 8, 900–915 (2013).

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

R-Kernteam. R: Eine Sprache und Umgebung für statistisches Rechnen (R Foundation for Statistical Computing, 2020).

Ahmed, M. & Kim, DR pcr: ein R-Paket zur Qualitätsbewertung, Analyse und Prüfung von qPCR-Daten. PeerJ 6, e4473 (2018).

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Schindelin, J. et al. Fidschi: eine Open-Source-Plattform für die Analyse biologischer Bilder. Nat. Methoden 9, 676–682 (2012).

Artikel CAS PubMed Google Scholar

DeBiasse, MB & Ryan, JF Phylotocol: Förderung der Transparenz und Überwindung von Verzerrungen in der Phylogenetik. Syst. Biol. 68, 672–678 (2019).

Artikel PubMed Google Scholar

Schnitzler, CE, Simmons, DK, Pang, K., Martindale, MQ & Baxevanis, AD Die Expression mehrerer Sox-Gene durch die Embryonalentwicklung im Ctenophor Mnemiopsis leidyi ist räumlich auf Zonen der Zellproliferation beschränkt. EvoDevo 5, 15 (2014).

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Babonis, LS et al. Einzelzell-Atavismus enthüllt einen alten Mechanismus der Zelltyp-Diversifizierung bei einer Seeanemone. Zenodo https://doi.org/10.5281/zenodo.7586529 (2023)

Babonis, LS, Ryan, JF, Enjolras, C. & Martindale, MQ Die Genomanalyse des Tryptoms enthüllt molekulare Mechanismen der Drüsenzellentwicklung. EvoDevo 10, 23 (2019).

Artikel PubMed PubMed Central Google Scholar

Referenzen herunterladen

Elektronenmikroskopie wurde an der Biological Electron Microscope Facility (BEMF) der University of Hawai'i, Mānoa, sowie am Center for Electron Microscopy and Analysis (CEMAS), der Campus Microscopy and Imaging Facility (CMIF) und der OSU Comprehensive durchgeführt Cancer Center (OSUCCC) Microscopy Shared Resource (MSR) an der Ohio State University (OSU). Wir danken Jeffrey Tonniges für seine Unterstützung bei der Probenvorbereitung für TEM an der OSU. Finanzierung: Diese Arbeit wurde durch Mittel der National Aeronautics and Space Administration an MQM (#NNX14AG70G), der National Science Foundation an JFR (#1542597) und institutioneller Forschungsmittel von OSU und Cornell University an MD bzw. LSB unterstützt.

Whitney Laboratory for Marine Bioscience, University of Florida, St. Augustine, FL, USA

Leslie S. Babonis, Camille Enjolras, Brent M. Foster, Fredrik Hugosson, Joseph F. Ryan und Mark Q. Martindale

Abteilung für Ökologie und Evolutionsbiologie, Cornell University, Ithaca, NY, USA

Leslie S. Babonis

National Systematics Laboratory, Büro für Wissenschaft und Technologie, NOAA Fisheries, Washington DC, USA

Abigail J. Reft

Abteilung für Zoologie der Wirbellosen, Smithsonian National Museum of Natural History, Washington DC, USA

Abigail J. Reft

Abteilung für Biologie, University of Florida, Gainesville, FL, USA

Joseph F. Ryan und Mark Q. Martindale

Abteilung für Evolution, Ökologie und Organismenbiologie, Ohio State University, Columbus, OH, USA

Mary Megan Daly

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

Sie können diesen Autor auch in PubMed Google Scholar suchen

LSB, CE, BMF, FH und MQM führten Laborverfahren durch, darunter die Entwicklung von CRISPR-Reagenzien, Mikroinjektion, ISH, Klonierung und Sequenzanalyse sowie konfokale Mikroskopie. LSB, AJR und MD führten Elektronenmikroskopie durch und analysierten mutierte Zellphänotypen. LSB und JFR führten phylogenetische Analysen durch. LSB konzipierte die Studie und verfasste das Manuskript. Alle Autoren haben das Manuskript redigiert und den endgültigen Entwurf genehmigt.

Korrespondenz mit Leslie S. Babonis.

Die Autoren geben an, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

Nature Communications dankt den anonymen Gutachtern für ihren Beitrag zum Peer-Review dieser Arbeit. Peer-Reviewer-Berichte sind verfügbar.

Anmerkung des Herausgebers Springer Nature bleibt hinsichtlich der Zuständigkeitsansprüche in veröffentlichten Karten und institutionellen Zugehörigkeiten neutral.

Open Access Dieser Artikel ist unter einer Creative Commons Attribution 4.0 International License lizenziert, die die Nutzung, Weitergabe, Anpassung, Verbreitung und Reproduktion in jedem Medium oder Format erlaubt, sofern Sie den/die ursprünglichen Autor(en) und die Quelle angemessen angeben. Geben Sie einen Link zur Creative Commons-Lizenz an und geben Sie an, ob Änderungen vorgenommen wurden. Die Bilder oder anderes Material Dritter in diesem Artikel sind in der Creative Commons-Lizenz des Artikels enthalten, sofern in der Quellenangabe für das Material nichts anderes angegeben ist. Wenn Material nicht in der Creative-Commons-Lizenz des Artikels enthalten ist und Ihre beabsichtigte Nutzung nicht durch gesetzliche Vorschriften zulässig ist oder über die zulässige Nutzung hinausgeht, müssen Sie die Genehmigung direkt vom Urheberrechtsinhaber einholen. Um eine Kopie dieser Lizenz anzuzeigen, besuchen Sie http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/.

Nachdrucke und Genehmigungen

Babonis, LS, Enjolras, C., Reft, AJ et al. Einzelzell-Atavismus enthüllt einen alten Mechanismus der Zelltyp-Diversifizierung bei einer Seeanemone. Nat Commun 14, 885 (2023). https://doi.org/10.1038/s41467-023-36615-9

Zitat herunterladen

Eingegangen: 28. Februar 2022

Angenommen: 09. Februar 2023

Veröffentlicht: 16. Februar 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41467-023-36615-9

Jeder, mit dem Sie den folgenden Link teilen, kann diesen Inhalt lesen:

Leider ist für diesen Artikel derzeit kein gemeinsam nutzbarer Link verfügbar.

Bereitgestellt von der Content-Sharing-Initiative Springer Nature SharedIt

Durch das Absenden eines Kommentars erklären Sie sich damit einverstanden, unsere Nutzungsbedingungen und Community-Richtlinien einzuhalten. Wenn Sie etwas als missbräuchlich empfinden oder etwas nicht unseren Bedingungen oder Richtlinien entspricht, kennzeichnen Sie es bitte als unangemessen.