Modellierung des Pyrenoids

Dec 20, 2023

Nature Plants Band 8, Seiten 583–595 (2022)Diesen Artikel zitieren

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Viele eukaryotische photosynthetische Organismen steigern ihre Kohlenstoffaufnahme, indem sie dem CO2-fixierenden Enzym Rubisco in einer Organelle namens Pyrenoid konzentriertes CO2 zuführen. Laufende Bemühungen zielen darauf ab, diesen Pyrenoid-basierten CO2-Konzentrationsmechanismus (PCCM) in Nutzpflanzen zu integrieren, um die Erträge zu steigern. Hier entwickeln wir ein Rechenmodell für ein PCCM auf Basis des postulierten Mechanismus in der Grünalge Chlamydomonas reinhardtii. Unser Modell rekapituliert alle PCCM-defizienten Mutantenphänotypen von Chlamydomonas und liefert allgemeine biophysikalische Prinzipien, die dem PCCM zugrunde liegen. Wir zeigen, dass ein wirksames und energetisch effizientes PCCM eine physikalische Barriere erfordert, um den Austritt von pyrenoidem CO2 zu reduzieren, sowie eine ordnungsgemäße Enzymlokalisierung, um den vergeblichen Kreislauf zwischen CO2 und HCO3− zu reduzieren. Wichtig ist, dass unser Modell die Machbarkeit einer rein passiven CO2-Aufnahmestrategie bei CO2 in der Luft zeigt, während sich die aktive HCO3−-Aufnahme bei niedrigeren CO2-Werten als vorteilhaft erweist. Wir schlagen einen vierstufigen technischen Weg vor, um die CO2-Fixierungsrate im pflanzlichen Chloroplasten bei theoretischen Kosten von nur 1,3 ATP pro fixiertem CO2 um das Dreifache zu erhöhen und bieten damit einen Rahmen für die technische Umsetzung eines PCCM in Landpflanzen.

Das CO2-fixierende Enzym Rubisco sorgt jedes Jahr für den Eintrag von rund 1014 Kilogramm Kohlenstoff in die Biosphäre1,2,3. Allerdings bindet Rubisco in vielen Pflanzen CO2 bei weniger als einem Drittel seiner maximalen Rate bei atmosphärischen CO2-Werten (ergänzende Abbildung 1)4,5,6, was das Wachstum von Nutzpflanzen wie Reis und Weizen begrenzt7. Um diese Einschränkung zu überwinden, erhöhen viele photosynthetische Organismen, darunter C4-Pflanzen8,9, Crassulacean-Säurestoffwechsel (CAM)-Pflanzen10, Algen11,12 und Cyanobakterien13, die CO2-Fixierungsrate von Rubisco, indem sie ihm konzentriertes CO214,15 zuführen. Bei Algen findet ein solcher CO2-Konzentrationsmechanismus innerhalb einer phasengetrennten Organelle namens Pyrenoid statt16,17,18,19. Pyrenoidbasierte CO2-Konzentrationsmechanismen (PCCMs) vermitteln etwa ein Drittel der globalen CO2-Fixierung16.

Während frühere Arbeiten wesentliche molekulare Komponenten für das PCCM16,20,21,22,23,24,25,26,27,28,29 identifiziert haben, sind die wichtigsten Funktionsprinzipien dieses Mechanismus aufgrund mangelnder quantitativer und systematischer Analyse noch immer kaum verstanden . Gleichzeitig besteht ein wachsendes Interesse daran, ein PCCM in C3-Pflanzen einzubauen, um die Erträge sowie die Effizienz der Stickstoff- und Wassernutzung zu verbessern30,31. Schlüsselfragen sind: (1) Welcher Mindestsatz an Komponenten ist erforderlich, um ein funktionsfähiges PCCM zu erreichen? (2) Wie hoch sind die energetischen Kosten für den Betrieb eines minimalen PCCM?

Um unser Verständnis des PCCM zu verbessern, entwickeln wir ein Reaktions-Diffusions-Modell auf der Grundlage des postulierten Mechanismus in der Grünalge Chlamydomonas reinhardtii (im Folgenden Chlamydomonas; Abb. 1a)31,32,33: Kurz gesagt, externer anorganischer Kohlenstoff (Ci: CO2 und HCO3−) werden durch die Transporter LCI1 (Cre03.g162800) und HLA3 (Cre02.g097800)23,24,34 durch die Plasmamembran transportiert. Zytosolisches Ci wird im Chloroplastenstroma in Form von HCO3− konzentriert, entweder durch Umwandlung von CO2 in HCO3− durch den mutmaßlichen stromalen Carboanhydrase-Komplex LCIB/LCIC (Cre10.g452800/Cre06.g307500) (im Folgenden LCIB)22,35, 36 oder über den direkten Transport durch die Chloroplastenmembran durch den schlecht charakterisierten HCO3−-Transporter LCIA (Cre06.g309000)24,37. Es ist derzeit nicht bekannt, ob es sich bei LCIA um einen passiven Kanal oder eine Pumpe handelt; Daher betrachten wir ihn im Modell zunächst als passiven Kanal (bezeichnet mit LCIAC) und später als aktive Pumpe (bezeichnet mit LCIAP). Im Stroma wandert HCO3− über die mutmaßlichen HCO3−-Kanäle BST1–3 (Cre16.g662600, Cre16.g663400 und Cre16.g663450)25 in das Thylakoidlumen und diffundiert über Membrantubuli in das Pyrenoid, wo die Carboanhydrase CAH3 ( Cre09.g415700)38,39,40 wandelt HCO3− in CO2 um. Dieses CO2 diffundiert aus dem Lumen des Thylakoidtubulus in die Pyrenoidmatrix, wo Rubisco die Fixierung katalysiert. Ergänzende Tabelle 1 fasst die Akronyme der Schlüsselproteine ​​im Chlamydomonas PCCM zusammen.

a, Cartoon eines Chlamydomonas-Chloroplasten mit bekannten PCCM-Komponenten. HCO3− wird durch LCIA durch die Chloroplastenmembran und durch BST1–3 (im Folgenden der Einfachheit halber als BST bezeichnet) durch die Thylakoidmembranen transportiert. Im sauren Thylakoidlumen wandelt eine Carboanhydrase CAH3 HCO3− in CO2 um, das in die Pyrenoidmatrix diffundiert, wo das CO2-fixierende Enzym Rubisco (Rbc) lokalisiert ist. Das Austreten von CO2 aus der Matrix und dem Chloroplasten kann durch potenzielle Diffusionsbarrieren – eine Stärkehülle und Stapel von Thylakoiden – und durch die Umwandlung in HCO3− durch einen CO2-Rückgewinnungskomplex LCIB/LCIC (im Folgenden der Einfachheit halber als LCIB bezeichnet) behindert werden das grundlegende Chloroplastenstroma. b, Ein Schema des modellierten PCCM, das die Diffusion innerhalb der Kompartimente und den Austausch von CO2 und HCO3− zwischen den Kompartimenten sowie deren gegenseitige Umwandlung berücksichtigt, wie im Einschub angegeben. Farbcode wie in a. Das Modell ist sphärisch symmetrisch und besteht aus einer zentralen Pyrenoidmatrix, die von einem Stroma umgeben ist. Thylakoide verlaufen durch die Matrix und das Stroma; Ihr Volumen und ihre Oberfläche entsprechen einem netzförmigen Netzwerk im Zentrum der Matrix, das durch radial nach außen verlaufende Zylinder erweitert wird. c, Konzentrationsprofile von CO2 und HCO3− im Thylakoid (gestrichelte Kurven) und in der Matrix/Stroma (durchgezogene Kurven) für das PCCM-Basismodell, dem die LCIA-Aktivität und Diffusionsbarrieren fehlen. Die gepunktete graue Linie zeigt die effektiven Rubisco-km für CO2 (Methoden). Farbcode wie in a. d, Nettoflüsse an anorganischem Kohlenstoff zwischen den angegebenen Kompartimenten. Die Breite der Pfeile ist proportional zum Fluss; Die Fläche der Kreise ist proportional zur durchschnittlichen Molekülkonzentration in den entsprechenden Regionen. Die schwarz gestrichelte Schleife markiert den wichtigsten vergeblichen Kreislauf des anorganischen Kohlenstoffs im Chloroplasten. Farbcode wie in a. Für c und d beträgt die LCIAC-vermittelte Permeabilität der Chloroplastenmembran für HCO3− \(\kappa _{{{{\mathrm{chlor}}}}}^{H^ - }\) = 10−8 m s−1, BST- vermittelte Durchlässigkeit der Thylakoidmembran für HCO3− \(\kappa _{{{{\mathrm{thy}}}}}^{H^ - }\) = 10−2 m s−1, LCIB-Rate VLCIB = 103 s−1 und CAH3-Rate VCAH3 = 104 s−1 (Methoden). Andere Modellparameter werden aus Experimenten geschätzt (Ergänzungstabelle 2).

Wir modellieren die oben genannten enzymatischen Aktivitäten und den Ci-Transport in einem kugelförmigen Chloroplasten. Wir gehen davon aus, dass Carboanhydrasen die bidirektionale Umwandlung von CO2 und HCO3− katalysieren und einen Nettofluss in eine Richtung erzeugen, in der die beiden Spezies nicht im Gleichgewicht sind. Wir betrachten drei Chloroplastenkompartimente bei konstanten pH-Werten: eine kugelförmige Pyrenoidmatrix (pH 8, Ref. 41) in der Mitte, ein umgebendes Stroma (pH 8, Ref. 41,42) und Thylakoide (luminaler pH-Wert 6, Ref. 43). ), die sowohl die Matrix als auch das Stroma durchqueren (Abb. 1b und ergänzende Abb. 2). Das Flussgleichgewicht der Reaktion und Diffusion innerhalb der Kompartimente sowie des Austauschs zwischen Kompartimenten legt die stationären Konzentrationsprofile von Ci-Spezies in allen Kompartimenten fest (Methoden). Um den Effekt des Ci-Transports durch die Zellmembran zu berücksichtigen, simulieren wir ein breites Spektrum umgebender zytosolischer Ci-Pools, aus denen der Chloroplast Ci aufnehmen kann. Wir charakterisieren die Leistung des modellierten PCCM mit zwei Metriken: (1) seiner Wirksamkeit, quantifiziert durch den berechneten CO2-Fixierungsfluss, normalisiert durch den maximal möglichen Fluss durch Rubisco; und (2) seine Effizienz, quantifiziert durch die ATP-Kosten pro fixiertem CO2 (Methoden).

Um die minimalen Komponenten eines funktionellen PCCM zu identifizieren, erstellen wir ein Basismodell (Abb. 1c, d), bei dem die Carboanhydrase LCIB im gesamten Stroma diffundiert, BST-Kanäle für HCO3− gleichmäßig über die Thylakoidmembranen verteilt sind und die Carboanhydrase CAH3 lokalisiert ist zum Thylakoidlumen innerhalb des Pyrenoids, und Rubisco kondensierte innerhalb der Pyrenoidmatrix. Diesem Modell fehlen der HCO3−-Transporter LCIA und potenzielle Diffusionsbarrieren für Ci. Wir analysieren zunächst die modellierte PCCM-Leistung unter CO2 in Luftkonzentration (10 μM zytosolisch); Bedingungen mit geringerem CO2-Ausstoß werden in späteren Abschnitten besprochen.

In den Chloroplasten diffundierendes CO2 wird im Stroma mit hohem pH-Wert in HCO3− umgewandelt, wobei das CO2:HCO3−-Gleichgewichtsverhältnis 1:80 beträgt (Methoden). Da die passive Diffusion von HCO3− durch die Chloroplastenhülle sehr langsam ist, wird dieses konzentrierte HCO3− im Stroma eingeschlossen. Die BST-Kanäle gleichen HCO3− über die Thylakoidmembran aus, sodass HCO3− auch im Thylakoidlumen eine hohe Konzentration erreicht (Abb. 1c). Der niedrige pH-Wert im Thylakoidlumen begünstigt eine annähernd gleiche Gleichgewichtsverteilung zwischen CO2 und HCO3−; Allerdings wird HCO3− beim Eintritt in das Thylakoid außerhalb des Pyrenoids nicht sofort ins Gleichgewicht mit CO2 gebracht, da dort keine Carboanhydrase (CA) vorhanden ist. Stattdessen diffundiert HCO3− innerhalb des Thylakoidlumens in Richtung des Pyrenoids, wo im Pyrenoidradius lokalisiertes CAH3 HCO3− schnell wieder in CO2 umwandelt (Abb. 1d). Dieses CO2 kann durch die Thylakoidmembran in die Pyrenoidmatrix diffundieren. Dieses Basismodell, das ausschließlich durch pH-Unterschiede zwischen den Kompartimenten angetrieben wird, erreicht eine pyrenoidale CO2-Konzentration, die etwa 2,5-mal so hoch ist wie die eines Modells ohne PCCM.

Der erhebliche CO2-Austritt aus der Matrix im Basismodell (Abb. 1d) ist teilweise auf die relativ langsame Kinetik von Rubisco zurückzuführen. Während der durchschnittlichen Zeit, die ein CO2-Molekül benötigt, um von Rubisco im Pyrenoid fixiert zu werden, kann dieses CO2-Molekül typischerweise über eine Distanz diffundieren, die größer als der Pyrenoidradius ist (Ergänzende Anmerkung I). Daher verlassen die meisten CO2-Moleküle, die in die Pyrenoidmatrix eindringen, diese, ohne von Rubisco fixiert zu werden (ergänzende Abbildung 3). Man könnte meinen, dass die Zugabe von LCIAC als passivem Kanal zur Verbesserung der HCO3−-Diffusion in den Chloroplasten dieses Defizit überwinden könnte (Abb. 2a). Doch selbst mit der Hinzufügung von LCIAC zu unserem PCCM-Basismodell erreicht keine Kombination aus enzymatischen Aktivitäten und Kanaltransportraten ein effektives PCCM, d. h. mehr als die halbe Sättigung von Rubisco mit CO2 (Abb. 2b und ergänzende Abb. 4). . Daher kann das pH-gesteuerte PCCM ohne eine Diffusionsbarriere nicht effektiv funktionieren.

a–i, Ein Modell ohne Barriere für die CO2-Diffusion aus der Pyrenoidmatrix (a–c) wird mit einem Modell mit Thylakoidstapeln, die die Diffusion anorganischen Kohlenstoffs im Stroma verlangsamen (d–f), und einem Modell mit einer undurchlässigen Stärkehülle verglichen (g–i) unter Luft-CO2 (10 µM Zytosol). a,d,g, Schematische Darstellung des modellierten Chloroplasten. b,e,h, Heatmaps des normalisierten CO2-Fixierungsflusses, definiert als das Verhältnis des gesamten Rubisco-Carboxylierungsflusses zu seinem Maximum, wenn Rubisco gesättigt wäre, bei unterschiedlichen LCIAC-vermittelten Chloroplastenmembranpermeabilitäten für HCO3− und unterschiedlichen LCIB-Raten. Die BST-vermittelte Durchlässigkeit der Thylakoidmembran für HCO3− ist dieselbe wie in Abb. 1c, d. Für e und h zeigen gestrichelte schwarze Kurven einen normalisierten CO2-Fixierungsfluss von 0,5. c,f,i, Gesamtflüsse von HCO3− (links) und CO2 (Mitte) in den Chloroplasten, normalisiert durch den maximalen CO2-Fixierungsfluss, wenn Rubisco gesättigt wäre, bei unterschiedlichen LCIAC-vermittelten Chloroplastenmembranpermeabilitäten für HCO3− und unterschiedlichen LCIB-Raten . Negative Werte bedeuten einen Ausfluss aus dem Chloroplasten. Die anorganische Kohlenstoffart (Ci) mit einem positiven Zufluss wird als Ci-Quelle definiert (rechts). Die Achsen sind die gleichen wie in b, e und h.

Um ein effektiveres PCCM zu betreiben, muss die Zelle den CO2-Austritt aus der Pyrenoidmatrix reduzieren. Eine Barriere gegen die CO2-Diffusion wurde als wesentlich für verschiedene CO2-Konzentrationsmechanismen angesehen44,45,46,47. Obwohl die Matrix dicht mit Rubisco gepackt ist, legt unsere Analyse nahe, dass die verlangsamte Diffusion von CO2 in der Pyrenoidmatrix aufgrund des von Rubisco eingenommenen Volumens nur für eine 10-prozentige Verringerung der CO2-Leckage verantwortlich sein kann (Ergänzende Anmerkung VI.C). Daher berücksichtigen wir in unserem Modell alternative Barrieren.

Wir spekulieren, dass Thylakoidmembranschichten und die Pyrenoidstärkehülle als wirksame Barrieren dienen könnten, um das Austreten von CO2 aus der Matrix zu verringern. Thylakoidmembranschichten könnten als wirksame Barrieren für die CO2-Diffusion dienen, da Moleküle im Stroma zwischen und durch die ineinandergreifenden Membranen diffundieren müssen45. Tatsächlich legen unsere First-Principle-Simulationen nahe, dass die mit realistischer Geometrie modellierten Thylakoidstapel die Diffusion von Ci im Stroma effektiv verlangsamen (ergänzende Abbildung 5). Hinweise auf die Rolle der Stärkehülle im PCCM sind begrenzt und uneinheitlich. Während frühe Arbeiten darauf hindeuteten, dass ein stärkefreier Chlamydomonas-Mutant eine normale PCCM-Leistung in der Luft aufwies49, wurde der Phänotyp nicht mit dem entsprechenden Elternstamm verglichen. Eine neuere Studie ergab, dass eine Mutante (sta2-1) mit einer dünneren Stärkehülle als Wildtyp-Stämme bei sehr niedrigem CO250 eine verringerte PCCM-Wirksamkeit aufweist. Auf der Grundlage der letztgenannten Arbeit nehmen wir an, dass die Stärkehülle, die die Matrix umgibt, als Barriere für die CO2-Diffusion wirken könnte. Da die Stärkehülle aus vielen Lamellen aus kristallinem Amylopektin besteht51,52,53, modellieren wir sie als eine im Wesentlichen undurchlässige Barriere, die 10 Lipiddoppelschichten entspricht; In seiner Anwesenheit erfolgt der größte Teil des CO2-Austritts aus der Matrix über die Thylakoidtubuli (ergänzende Abbildung 6).

Als nächstes testen wir, ob die beiden oben genannten realistischen Diffusionsbarrieren ein effektives pH-gesteuertes PCCM ermöglichen. Das Hinzufügen von Thylakoidstapeln oder einer Stärkehülle zum obigen PCCM-Basismodell reduziert die CO2-Leckage von der Matrix zum Stroma drastisch (ergänzende Abbildung 7). Das resultierende PCCM ist unter CO2-Bedingungen auf Luftniveau (10 μM zytosolisch) hochwirksam: Pyrenoid-CO2-Konzentrationen werden über die effektive Halbsättigungskonstante Km von Rubisco (Methoden) angehoben, indem nur der interkompartimentelle pH-Unterschied und die passive Ci-Aufnahme verwendet werden (Abb. 2e). ,H). Die PCCM-Leistung ähnelt bei Vorhandensein beider Barrieren stark dem Fall der undurchlässigen Stärkehülle (ergänzende Abbildung 8); Der Einfachheit halber lassen wir ein solches kombiniertes Modell in der weiteren Diskussion weg.

Zusätzlich zum Erfordernis einer Diffusionsbarriere hängt die Wirksamkeit des pH-gesteuerten PCCM von der LCIB-Rate und der LCIAC-vermittelten Permeabilität der Chloroplastenmembran für HCO3− ab (Abb. 2b, e, h). Abhängig von der LCIB-Aktivität schlägt unser Modell zwei unterschiedliche Strategien zur passiven Aufnahme von Ci vor. Wenn die LCIB-Aktivität niedrig ist, steigt der CO2-Fixierungsfluss mit höherer LCIAC-vermittelter Permeabilität für HCO3−, was die Diffusion von zytosolischem HCO3− in das Stroma erleichtert (Abb. 2c, f, i). Im Gegensatz dazu ist bei hoher LCIB-Aktivität der CO2-Fixierungsfluss maximiert, wenn die LCIAC-vermittelte Permeabilität niedrig ist; In diesem Fall wird ein diffusiver CO2-Einstrom in den Chloroplasten durch LCIB schnell in HCO3− umgewandelt, das im Chloroplasten eingefangen und konzentriert wird. In diesem Szenario ist die Durchlässigkeit der Chloroplastenmembran für HCO3− aufgrund von LCIAC schädlich, da sie es ermöglicht, dass durch LCIB im Stroma umgewandeltes HCO3− zurück in das Zytosol diffundiert (Abb. 2c, f, i).

Interessanterweise wird der höchste CO2-Fixierungsfluss durch passive CO2-Aufnahme erreicht, die durch die Carboanhydrase-Aktivität von LCIB vermittelt wird, und nicht durch passive HCO3−-Aufnahme über LCIAC-Kanäle (Abb. 2), obwohl HCO3− im Zytosol häufiger vorkommt als CO2. Die wichtigste Überlegung ist, dass das Stroma (bei pH 8) basischer ist als das Zytosol (bei pH 7,1, Lit. 54), was es LCIB ermöglicht, passiv aufgenommenes CO2 mit HCO3− ins Gleichgewicht zu bringen, um eine noch höhere HCO3−-Konzentration im Stroma zu erzeugen als im Zytosol.

Während die passive CO2-Aufnahmestrategie das pH-gesteuerte PCCM unter Luft-CO2 (10 μM Zytosol) antreiben kann, wird seine Ci-Aufnahmerate letztendlich durch die Diffusion von CO2 durch die Chloroplastenhülle begrenzt. Tatsächlich zeigen unsere Simulationen, dass unter sehr niedrigen CO2-Bedingungen (1 μM Zytosol)55 ein Chloroplast, der die passive CO2-Aufnahmestrategie verwendet, höchstens 20 % seines maximalen CO2-Fixierungsflusses erreichen kann, selbst wenn Hindernisse für die Ci-Diffusion vorhanden sind ( Abb. 3). Da die passive HCO3−-Aufnahme nicht mehr Ci konzentrieren kann als die passive CO2-Aufnahme (Abb. 2), nehmen wir an, dass für eine effektive PCCM bei sehr niedrigem CO2 ein aktiver Ci-Transport erforderlich ist. Um diese Idee zu testen, betrachten wir ein Modell, das aktive LCIA-HCO3−-Pumpen (LCIAP) ohne LCIB-Aktivität verwendet (Abb. 3a, d, g). Wir stellen fest, dass das HCO3−-Pumpen tatsächlich einen sättigenden CO2-Fixierungsfluss unter sehr niedrigen CO2-Bedingungen ermöglicht (Abb. 3 und ergänzende Abb. 12).

a–i, Ergebnisse werden für ein Modell ohne Barriere für die CO2-Diffusion aus der Pyrenoidmatrix (a–c), ein Modell mit Thylakoidstapeln als Diffusionsbarrieren (d–f) und ein Modell mit einer undurchlässigen Stärkehülle ( g–i). a,d,g, Schematische Darstellung des modellierten Chloroplasten unter Verwendung von LCIB für die passive CO2-Aufnahme (rot) oder unter Verwendung von aktivem LCIAP-vermitteltem HCO3−-Pumpen durch die Chloroplastenhülle und ohne LCIB-Aktivität (blau). Dargestellt ist die PCCM-Leistung unter CO2 in der Luft (10 µM Zytosol) (b,e,h) und unter sehr niedrigem CO2 (1 µM Zytosol) (c,f,i), gemessen anhand des normalisierten CO2-Fixierungsflusses im Vergleich zum pro verbrauchten ATP CO2 fixiert, für die beiden anorganischen Kohlenstoffaufnahmestrategien in a, d und g. Durchgezogene Kurven geben die minimalen Energiekosten an, die erforderlich sind, um einen bestimmten normalisierten CO2-Fixierungsfluss zu erreichen. Die schattierten Bereiche stellen den Bereich möglicher Leistungen dar, die durch unterschiedliche HCO3−-Transportraten und LCIB-Raten erzielt werden. Farbcode wie in a. In h und i zeigen gestrichelte schwarze Kurven die optimale PCCM-Leistung eines vereinfachten Modells, das eine schnelle intrakompartimentelle Diffusion, eine schnelle HCO3−-Diffusion durch die Thylakoidmembranen und ein schnelles Gleichgewicht zwischen CO2 und HCO3−, katalysiert durch CAH3 in den Thylakoidtubuli innerhalb des Pyrenoids, annimmt (Methoden).

Nach unserem Modell können sowohl die passive CO2-Aufnahme als auch das aktive HCO3−-Pumpen eine wirksame PCCM unter CO2 in der Luft unterstützen. Letzteres verbraucht jedoch direkt Energie, um einen nicht reversiblen Transport zu erreichen. Wie hoch sind die Gesamtenergiekosten eines PCCM, das die aktive HCO3−-Aufnahme nutzt, und wie sind diese Kosten im Vergleich zu denen der passiven CO2-Aufnahmestrategie? Um diese Fragen zu beantworten, haben wir ein Nichtgleichgewichts-Thermodynamik-Framework verwendet, um die Energiekosten verschiedener Ci-Aufnahmestrategien zu berechnen (Ergänzende Anmerkung II und Abb. 13)56. Erstens ist ein PCCM ohne Diffusionsbarrieren unabhängig von den verwendeten Ci-Aufnahmestrategien energetisch teuer (Abb. 3a – c). Zweitens stellen wir fest, dass bei Vorhandensein von Diffusionsbarrieren mit der passiven CO2-Aufnahmestrategie eine ähnliche Energieeffizienz (~ 1 ATP-Kosten pro CO2-Fixierung) wie mit der aktiven HCO3−-Aufnahmestrategie erreicht werden kann (Abb. 3d – i). Somit können beide Strategien eine hohe PCCM-Leistung bei CO2 in der Luft erreichen; Allerdings ist eine aktive HCO3−-Aufnahme erforderlich, um eine hohe Wirksamkeit bei niedrigerem CO2-Gehalt zu erreichen.

Wie wirkt sich der Ci-Transport durch die Plasmamembran der Zelle auf die möglichen Ci-Aufnahmestrategien auf Chloroplastenebene aus? Um diese Frage in unserem Chloroplastenmodell zu untersuchen, bewerten wir die PCCM-Leistung in einem breiten Bereich zytosolischer CO2- und HCO3−-Konzentrationen (ergänzende Abbildung 15). Es überrascht nicht, dass wir feststellen, dass die Leistung einer bestimmten Chloroplasten-Ci-Aufnahmestrategie mit dem zytosolischen Spiegel ihrer Ziel-Ci-Spezies zunimmt. Daher ist es wichtig, die vom Chloroplasten aufgenommenen zytosolischen Ci-Spezies wieder aufzufüllen. Darüber hinaus erreicht ein Chloroplasten, dem sowohl die passive CO2-Aufnahme als auch die aktive HCO3−-Aufnahme fehlt, unabhängig von der Zusammensetzung des zytosolischen Ci-Pools keine hohe PCCM-Wirksamkeit, es sei denn, die zytosolische CO2-Konzentration beträgt 100 μM oder mehr. Die Schaffung eines solchen Pools würde vermutlich zu einem erheblichen CO2-Austritt durch die Plasmamembran und damit zu hohen Energiekosten führen. Daher sind wirksame Mechanismen für die Ci-Aufnahme aus der äußeren Umgebung in das Zytosol und vom Zytosol in den Chloroplasten für eine hohe PCCM-Leistung unerlässlich.

Bisher haben wir nur die Lokalisierungsmuster der Carboanhydrase berücksichtigt, von denen angenommen wird, dass sie in Chlamydomonas unter CO240 in der Luft existieren,57. Um die Vorteile einer solchen Lokalisierung zu bewerten, variieren wir die Lokalisierung von CAH3 und LCIB unter Beibehaltung der Gesamtzahl der Moleküle jeder Carboanhydrase (Abb. 4a). Wir stellen fest, dass die Lokalisierung der ektopischen Carboanhydrase die PCCM-Leistung beeinträchtigt. Erstens wandelt LCIB, das fehllokalisiert in der Pyrenoidgrundmatrix (pH 8) ist, Rubiscos Substrat CO2 in HCO3− um und verringert somit die CO2-Fixierung (Abb. 4b – f, Region i). Zweitens können, wenn CAH3 in den Thylakoiden außerhalb des Pyrenoids verteilt ist, die von diesem CAH3 erzeugten CO2-Moleküle direkt in das Stroma diffundieren, was die Wahrscheinlichkeit einer Konzentration im Pyrenoid verringert und somit die Wirksamkeit des PCCM verringert (Abb. 4b–f). , Region II und ergänzende Abbildung 16). Darüber hinaus verringert die Fehllokalisierung von CAH3 außerhalb des Pyrenoids die PCCM-Effizienz, da sie zu einem erhöhten vergeblichen Ci-Kreislauf zwischen Stroma und Thylakoid führt, was den Energieaufwand zur Aufrechterhaltung der pH-Unterschiede zwischen den Kompartimenten erhöht. Schließlich erhöht die Konzentration von CAH3 auf einen kleinen Bereich des Thylakoidlumens in der Mitte des Pyrenoids die Distanz, über die HCO3− diffundieren muss, bevor es in CO2 umgewandelt wird, wodurch der CO2-Produktionsfluss durch CAH3 verringert wird (Abb. 4b–f, Region). iii). Alle diese Ergebnisse gelten sowohl für CO2 auf Luftebene mit passiver CO2-Aufnahme (Abb. 4) als auch für sehr niedriges CO2 mit aktiver HCO3−-Aufnahme (ergänzende Abb. 17). Somit zeigt unser Modell, dass die richtige Lokalisierung der Carboanhydrase für die Gesamtleistung des PCCM von entscheidender Bedeutung ist.

a, Schematische Darstellung der unterschiedlichen Lokalisierung von Carboanhydrasen. Die CAH3-Domäne beginnt im Zentrum der intrapyrenoiden Tubuli (Radius r = 0) und die LCIB-Domäne endet an der Chloroplastenhülle. Farbcode wie in Abb. 1d. Orange bezeichnet die von CAH3 besetzte Region. b–e, CAH3-Endradius und LCIB-Startradius werden in einem modellierten Chloroplasten variiert, indem die passive CO2-Aufnahmestrategie unter CO2 in der Luft angewendet wird, wobei Thylakoidstapel die Diffusion anorganischen Kohlenstoffs im Stroma verlangsamen (b, c) oder mit einer undurchlässigen Stärkehülle (d,e). Normalisierter CO2-Fixierungsfluss (b, d) und verbrauchtes ATP pro fixiertem CO2 (c, e), wenn die Lokalisierungen von Carboanhydrasen variiert werden. f, Schemata anorganischer Kohlenstoffflüsse für die in b–e angegebenen Lokalisierungsmuster (i–iii). Farbcode wie in a und Abb. 1d. Gepunktete Häkchen in b–e bezeichnen den Pyrenoidradius wie in a. Die Simulationsparameter sind die gleichen wie in Abb. 1c, d.

Wenn Chlamydomonas von Luftkonzentrationen auf sehr niedrige CO2-Konzentrationen (ca. 1 μM gelöst) übergeht, verlagert es LCIB von diffus im gesamten Stroma zu lokalisiert um die Pyrenoidperipherie57. Um den Wert der LCIB-Lokalisierung in der Pyrenoidperipherie bei sehr niedrigem CO2-Gehalt besser zu verstehen, variieren wir sowohl den Endradius des stromalen LCIB, der definiert, wie weit sich LCIB in Richtung der Chloroplastenhülle erstreckt, als auch die Gesamtzahl der LCIB-Moleküle in einem Modell, das a verwendet Stärkehüllenbarriere und aktive HCO3−-Aufnahme (Abb. 5a). Unsere Analyse zeigt, dass es energetisch verschwenderisch ist, konzentriertes CO2 aus dem Chloroplasten entweichen zu lassen (ergänzende Abbildung 13). Folglich erhöht LCIB, das sich in der Nähe der Stärkehülle verlagert, die Energieeffizienz, indem es CO2-Moleküle, die aus der Matrix diffundieren, zurückfängt und sie als HCO3− im Chloroplasten einfängt (Abb. 5b – c, Region i). Die Energiekosten sind höher ohne LCIB zur CO2-Rückgewinnung (Abb. 5b–c, Region III) oder mit diffusem Stroma-LCIB, das die Umwandlung von einströmendem HCO3− in CO2 in der Nähe der Chloroplastenmembran ermöglicht, zu dem es dann zurückfließen kann das Zytosol (Abb. 5b – c, Region II und ergänzende Abb. 19). Unser Modell legt daher nahe, dass bei sehr niedrigem CO2-Gehalt und in Gegenwart einer starken CO2-Diffusionsbarriere um das Pyrenoid die Lokalisierung von LCIB an der Pyrenoidperipherie ein effizientes Ci-Recycling ermöglicht und somit die PCCM-Leistung verbessert.

a, Schematische Darstellung der variierenden Aktivität und des Endradius von LCIB in einem modellierten Chloroplasten unter Verwendung einer undurchlässigen Stärkehülle und aktivem HCO3−-Pumpen durch die Chloroplastenhülle bei sehr niedrigem CO2-Gehalt. Farbcode wie in Abb. 4a. Die LCIB-Domäne beginnt beim Pyrenoidradius (0,3 auf der x-Achse in b und c). b,c, Normalisierter CO2-Fixierungsfluss (b) und verbrauchtes ATP pro fixiertem CO2 (c), wenn die festgelegten Eigenschaften von LCIB variiert werden. d, Schemata anorganischer Kohlenstoffflüsse für die in b und c angegebenen LCIB-Zustände (i–iii). Farbcode wie in Abb. 4f. Simulationsparameter wie in Abb. 4. Das aktive LCIAP-vermittelte HCO3−-Pumpen wird durch die Rate \(\kappa _{{{{\mathrm{chlor}}}}}^{H^ - }\) = 10−4 beschrieben m s−1 und die Reversibilität γ = 10−4. Um eine bemerkenswerte Variation des normalisierten CO2-Fixierungsflusses zu zeigen, wird ein Modell mit verkürzten Thylakoidtubuli simuliert (Methoden). Die qualitativen Ergebnisse gelten unabhängig von dieser konkreten Wahl.

Um den Einfluss des Thylakoidlumens und des Stroma-pH auf die PCCM-Funktion zu bestimmen, variieren wir die pH-Werte der beiden Kompartimente (Abb. 6 und ergänzende Abb. 20). Wir stellen fest, dass das modellierte PCCM unabhängig von der Ci-Aufnahmestrategie nur dann eine hohe Wirksamkeit erreicht, wenn das Thylakoidlumen viel saurer ist als das Stroma (Abb. 6a, d). Tatsächlich würde die Carboanhydrase-Aktivität in einem Stroma mit niedrigem pH-Wert (Abb. 6, Region i) oder in einem intrapyrenoiden Tubuluslumen mit hohem pH-Wert (Abb. 6, Region ii) zu niedrigen Konzentrationen von HCO3− bzw. CO2 führen diese Fächer; beides wäre schädlich für das PCCM. Interessanterweise beeinflusst die Variation des pH-Werts die Energieeffizienz des PCCM mit passiver CO2-Aufnahme (Abb. 6a–c) und des PCCM mit aktivem HCO3−-Pumpen (Abb. 6d–f) unterschiedlich. Insbesondere zeigt nur Letzteres einen dramatisch erhöhten Energieaufwand, wenn das Stroma einen relativ niedrigen pH-Wert aufweist; In diesem Fall wird der größte Teil des in das Stroma gepumpten HCO3− in CO2 umgewandelt und geht anschließend im Zytosol verloren (Abb. 6e, f, Regionen i und ii). Unsere Ergebnisse legen daher nahe, dass eine hohe PCCM-Leistung die Aufrechterhaltung eines Stromas mit hohem pH-Wert und eines Thylakoidlumens mit niedrigem pH-Wert erfordert.

a–f, pH-Werte des Thylakoidlumens und des Stromas werden in einem modellierten Chloroplasten mit einer undurchlässigen Stärkehülle variiert, wobei die passive CO2-Aufnahme unter CO2 auf Luftniveau erfolgt (a–c) (10 μM Zytosol; Parameter wie in Abb. 4d, e) oder aktives HCO3−-Pumpen unter sehr niedrigem CO2-Gehalt (d–f) (1 μM Zytosol, Parameter wie in der ergänzenden Abbildung 17c, d). Dargestellt sind der normalisierte CO2-Fixierungsfluss (a,d) und das pro fixiertem CO2 verbrauchte ATP (b,e) als Funktionen der pH-Werte in den beiden Kompartimenten. c,f, Schematische Darstellung anorganischer Kohlenstoffspeicher und -flüsse für die in a, b, d und e angegebenen pH-Werte. Weiße Sterne geben die in allen anderen Simulationen verwendeten Basis-pH-Werte an.

Als nächstes untersuchen wir, ob unser Modell die Phänotypen bekannter Chlamydomonas PCCM-defizienter Mutanten erklären kann. Wir wählen Modellparameter aus, um die Wirkung jeder Mutation am besten darzustellen, unter der Annahme, dass das Chlamydomonas-PCCM von der passiven CO2-Aufnahme unter CO2 in der Luft zur aktiven HCO3−-Aufnahme unter sehr niedrigem CO2 wechselt (Ergänzende Abbildungen 23 und 24). Unsere Simulationsergebnisse zeigen eine semiquantitative Übereinstimmung mit den experimentellen Ergebnissen für alle veröffentlichten Mutanten (Ergänzungstabelle 5) und liefern mechanistische Erklärungen für alle aufgezeichneten Phänotypen. Unser Modell erfasst beispielsweise, dass die lcib-Mutante nicht in der Luft wächst, was vermutlich auf einen Defekt bei der passiven CO2-Aufnahme zurückzuführen ist. Dieser Phänotyp impliziert, dass Chlamydomonas bei CO2 in der Luft kein HCO3− in den Chloroplasten pumpt, da ein modellierter lcib-Mutant, der HCO3−-Pumpen verwendet, über ein PCCM verfügt, das wirksam genug ist, um das Wachstum in der Luft voranzutreiben. Bemerkenswert ist, dass die lcib-Mutante ihr Wachstum bei sehr niedrigem CO2-Gehalt wiedererlangt, was wir auf die Aktivierung eines HCO3−-Aufnahmesystems unter dieser Bedingung zurückführen22,57,58. Tatsächlich führt der Abbau des Gens, das für die LCIA-HCO3−-Transporter im lcib-Mutantenhintergrund kodiert, zu einem dramatischen Rückgang der CO2-Fixierung und des CO2-Wachstums bei sehr niedrigem CO257.

Im weiteren Sinne rekapituliert unser Modell Phänotypen von Chlamydomonas-Mutanten, denen der HCO3−-Transporter HLA3 oder der CO2-Transporter LCI1 an der Plasmamembran fehlt. Tatsächlich führt der Abbau des Gens, das für HLA3 kodiert (simuliert als ein geringerer Spiegel an zytosolischem HCO3−), zu einem dramatischen Rückgang der PCCM-Wirksamkeit bei sehr niedrigem CO2, vermutlich aufgrund des verringerten HCO3−-Imports in die Zelle und damit in den Chloroplasten23,24. Im Gegensatz dazu zeigt die lci1-Einzelmutante eine moderate Abnahme der PCCM-Wirksamkeit unter CO2 in der Luft, vermutlich aufgrund eines verringerten CO2-Einstroms in das Zytosol und damit in den Chloroplasten, aber keine Wirkung auf das PCCM unter sehr niedrigem CO2, vermutlich aufgrund von die Aktivierung eines aktiven HCO3−-Aufnahmesystems unter dieser Bedingung34.

Schließlich erfasst unser Modell die Phänotypen von Chlamydomonas-Stärkemutanten, die sowohl unter Luftniveau als auch unter sehr niedrigen CO2-Bedingungen überleben, vermutlich weil Thylakoidstapel das Austreten von CO2 aus dem Pyrenoid in Abwesenheit einer Stärkehülle wirksam blockieren können. Die Existenz von Nicht-Stärke-Diffusionsbarrieren, wie z. B. den Thylakoidstapeln, kann auch erklären, warum einige andere Pyrenoid-haltige Algen keine Stärkehülle haben59.

Die Analyse der Ci-Flüsse in unserem Modell stützt die seit langem vertretene Ansicht, dass die Thylakoidtubuli, die das Pyrenoid in Chlamydomonas durchqueren, stromales HCO3− an das Pyrenoid liefern können, wo es durch CAH in CO2 umgewandelt werden kann332,60. Ist jedoch eine Chlamydomonas-ähnliche Thylakoidarchitektur für ein funktionierendes PCCM notwendig? Sicherlich weisen eukaryotische Algen eine Vielzahl von Thylakoidmorphologien auf, wie z. B. mehrere nicht miteinander verbundene parallele Thylakoidstapel, die durch das Pyrenoid verlaufen, eine einzelne Thylakoidscheibe, die die Pyrenoidmatrix halbiert, oder Thylakoidschichten, die das Pyrenoid umgeben, aber nicht durchqueren61,62,63,64 . Unsere Berechnungen zeigen, dass unterschiedliche Thylakoidmorphologien prinzipiell die Funktion eines wirksamen PCCM unterstützen könnten, solange HCO3− in das Thylakoidlumen mit niedrigem pH-Wert diffundieren kann und die Thylakoidcarboanhydrase im pyrenoidnahen Lumen lokalisiert ist (ergänzende Abbildung 25). ).

Unser Modell identifiziert eine minimale PCCM-Konfiguration, die ausreicht, um CO2 effektiv zu konzentrieren. Als nächstes fragen wir: Können alternative Konfigurationen derselben minimalen Elemente ein effektives PCCM erreichen? Wir beschränken unseren Fokus auf PCCMs, die passive Ci-Aufnahmestrategien nutzen. Wir haben die Wirksamkeit und die Energiekosten von 216 partiellen PCCM-Konfigurationen in Luft gemessen und dabei das Vorhandensein und die Lokalisierung von Rubisco, Thylakoid- und Stroma-Carboanhydrasen, HCO3−-Kanälen auf den Thylakoidmembranen und der Chloroplastenhülle sowie Diffusionsbarrieren variiert (ergänzende Abbildung 26). .

Unsere Ergebnisse fassen drei zentrale Module eines effektiven pH-gesteuerten PCCM zusammen (Abb. 7a): (i) eine stromale Carboanhydrase (LCIB) zur Umwandlung von passiv erworbenem CO2 in HCO3−, (ii) ein Thylakoidmembran-HCO3−-Kanal (BST) und eine luminale Carboanhydrase (CAH3), die zusammen die Umwandlung von HCO3− in CO2 in der Nähe von Rubisco ermöglichen, und (iii) ein Rubisco-Kondensat, das von Diffusionsbarrieren umgeben ist. Wir stellen fest, dass PCCM-Konfigurationen, denen eines dieser Module fehlt, eine beeinträchtigte Fähigkeit zur CO2-Konzentration aufweisen (Abb. 7b). Die Chlamydomonas-ähnliche PCCM-Konfiguration ist die einzige Konfiguration, die alle drei Module besitzt; Daher ist diese Konfiguration nicht nur ausreichend, sondern auch notwendig, um unter Verwendung der betrachteten minimalen Elemente ein effektives PCCM zu erreichen.

a, Schematische Darstellung der drei wesentlichen Module mit ausgewiesenen Funktionen (gleicher Stil wie in Abb. 1a). Bei Chlamydomonas kann LCIB zur passiven Aufnahme von CO2 verwendet werden, das dann im Stroma als HCO3− eingefangen wird (Modul i); BST ermöglicht die Diffusion von stromalem HCO3− in das Thylakoidlumen, wo CAH3 HCO3− in CO2 umwandelt (Modul ii); und eine Stärkehülle und Thylakoidstapel könnten als Diffusionsbarrieren wirken, um das Entweichen von CO2 aus der Pyrenoidmatrix zu verlangsamen (Modul III). b, Histogramme des normalisierten CO2-Fixierungsflusses für CCM-Konfigurationen ohne (links, grau) oder mit (rechts, farbig) dem jeweiligen Modul. Wir haben 216 CCM-Konfigurationen getestet, indem wir das Vorhandensein und/oder die Lokalisierung von Enzymen, HCO3−-Kanälen und Diffusionsbarrieren im Modell variiert haben (siehe ergänzende Abbildung 26).

Es wird angenommen, dass vielen Landpflanzen, darunter auch den meisten Nutzpflanzen, jegliche Form von CCM fehlt. Unsere Analyse zeigt, dass eine typische pflanzliche Chloroplastenkonfiguration nur etwa 30 % des maximalen CO2-Fixierungsflusses durch Rubisco unterstützen kann (Ergänzungstabelle 6). Das Einbringen eines PCCM in Nutzpflanzen hat sich als vielversprechende Strategie zur Ertragssteigerung durch verbesserte CO2-Fixierung herausgestellt30,31. Trotz früher technischer Fortschritte, einschließlich der Expression einzelner PCCM-Komponenten65 und der Wiederherstellung einer Pyrenoidmatrix in Pflanzen66, ist die optimale Reihenfolge der technischen Schritte, die zur Etablierung eines wirksamen PCCM in einem pflanzlichen Chloroplasten erforderlich sind, unbekannt. Hier nutzen wir unsere partiellen PCCM-Konfigurationen, um einen technischen Weg vorzuschlagen, der zu einer monotonen Verbesserung der Wirksamkeit führt und übermäßige Energiekosten vermeidet.

Nach unserem besten Wissen enthält der pflanzliche Chloroplast diffuse Carboanhydrase und diffuses pflanzliches Rubisco im Stroma und es fehlen HCO3−-Kanäle und Diffusionsbarrieren67. Wir stellen fest, dass die Pflanze Rubisco einen geringeren CO2-Gehalt in km aufweist als Chlamydomonas Rubisco; Unsere technischen Berechnungen berücksichtigen dies und verwenden Werte aus dem Werk Rubisco. Studien haben auch darauf hingewiesen, dass native pflanzliche Carboanhydrasen im Thylakoidlumen diffus sind68, was wir daher in unserer modellierten pflanzlichen Chloroplastenkonfiguration annehmen (Abb. 8, Ausgangskonfiguration). Diese Konfiguration enthält nur eines der drei wesentlichen Module für ein effektives PCCM (Abb. 7a), nämlich das passive CO2-Aufnahmesystem.

a, Oben: Schematische Darstellung der Ausgangskonfiguration, die einen typischen pflanzlichen Chloroplasten darstellt, der diffuse Thylakoid-Carboanhydrase, diffuse stromale Carboanhydrase und diffuses Rubisco enthält und keine HCO3−-Transporter und Diffusionsbarrieren aufweist. Unten: die gewünschte Konfiguration, die einen Chlamydomonas-Chloroplasten darstellt, der die passive CO2-Aufnahmestrategie und eine Stärkehülle nutzt (wie in Abb. 2g). b, Venn-Diagramm, das den normalisierten CO2-Fixierungsfluss (Kreis, Fläche im Verhältnis zur Größe) und das verbrauchte ATP pro fixiertem CO2 (Quadrat, Fläche im Verhältnis zur Größe) verschiedener Konfigurationen nach Implementierung der vorgesehenen Änderungen zeigt. Pfeile kennzeichnen die vorgeschlagenen sequentiellen Schritte zur Umwandlung der Ausgangskonfiguration in die gewünschte Konfiguration (siehe Text). Die Ausgangskonfiguration hat einen normalisierten CO2-Fixierungsfluss von 0,31 und vernachlässigbare ATP-Kosten. Alle Kosten unter 0,25 ATP pro CO2-Fixierung werden durch ein Quadrat der minimalen Größe dargestellt.

Nachdem alle möglichen schrittweisen Pfade zur Installation der verbleibenden zwei Module untersucht wurden, um die Chlamydomonas-ähnliche PCCM-Konfiguration zu erreichen (Abb. 8, gewünschte Konfiguration), schlagen wir den folgenden Pfad vor, der aus vier minimalen technischen Schritten besteht (Abb. 8b, Pfeile). Der erste Schritt ist die Lokalisierung von pflanzlichem Rubisco in einer Pyrenoidmatrix, von der wir annehmen, dass sie die stromale Carboanhydrase der Pflanze von Natur aus ausschließt, da die dichte Packung von Rubisco in der Matrix offenbar Proteinkomplexe mit mehr als ~80 kDa26,69 ausschließt. Der zweite Schritt ist die Lokalisierung der Thylakoid-Carboanhydrase an Thylakoiden, die an die Matrix grenzen oder diese durchqueren. Diese ersten beiden Schritte führen weder zu nennenswerten Änderungen an der Wirksamkeit noch an der Effizienz des PCCM. Der nächste Schritt besteht darin, HCO3−-Kanäle in die Thylakoidmembranen einzuführen, wodurch der CO2-Fixierungsfluss auf ~175 % des Flusses der Ausgangskonfiguration erhöht wird. Dieser Schritt erhöht auch die Kosten des PCCM auf etwa 4 ATPs pro fixiertem CO2. Ein derart kostspieliger Schritt kann nicht vermieden werden, und alle anderen möglichen Pfade mit zunehmender Wirksamkeit bei jedem Schritt weisen kostspieligere Zwischenkonfigurationen auf (Abb. 8b und Ergänzungstabelle 6). Für die Technik ist es wichtig, dass der erhöhte CO2-Fixierungsfluss, der sich aus diesem Schritt ergibt, den Beweis dafür liefern würde, dass die installierten Kanäle funktionsfähig sind. Der letzte Schritt des vorgeschlagenen Weges besteht darin, eine Stärkehülle hinzuzufügen, um das Austreten von CO2 aus der Pyrenoidmatrix zu blockieren, was den CO2-Fixierungsfluss im Vergleich zur Ausgangskonfiguration verdreifacht und die Kosten auf nur 1,3 ATPs pro fixiertem CO2 senkt.

Die Auswahl einer alternativen Implementierungsreihenfolge für die vier minimalen Engineering-Schritte führt zu einer verringerten Leistung des PCCM in Zwischenstufen. Beispielsweise führt das Hinzufügen von HCO3−-Kanälen auf den Thylakoidmembranen vor der Lokalisierung der stromalen und thylakoiden Carboanhydrasen (Abb. 8b, blaues Oval) zu einem vergeblichen Kreislauf, der durch überlappende Carboanhydrasen erzeugt wird (Abb. 4, Region ii). Darüber hinaus könnte das Hinzufügen einer Stärkehülle vor dem Hinzufügen von HCO3−-Kanälen zu den Thylakoiden die CO2-Fixierung verringern (Abb. 8b, graues Oval); Ohne Kanäle kann HCO3− nicht ohne weiteres zur Thylakoid-Carboanhydrase diffundieren, um CO2 zu produzieren, und die Stärkehülle behindert die Diffusion von CO2 vom Stroma nach Rubisco. Daher vermeidet unser vorgeschlagener Weg Zwischenkonfigurationen mit verringerter Wirksamkeit oder übermäßigen Energiekosten.

Um die Zusammensetzung und Funktion eines minimalen PCCM besser zu verstehen, haben wir ein Multikompartiment-Reaktions-Diffusions-Modell auf Basis des Chlamydomonas-PCCM entwickelt. Das Modell berücksichtigt nicht nur alle veröffentlichten Chlamydomonas-PCCM-Mutanten, sondern legt auch die quantitativen und biophysikalischen Grundlagen für das Verständnis der Funktionsprinzipien eines minimalen PCCM. Die systematische Analyse des Modells legt nahe, dass Barrieren, die den CO2-Ausfluss aus der Pyrenoidmatrix verhindern, und Carboanhydrase-Lokalisationen, die vergebliche Ci-Flüsse verhindern, der Schlüssel zu einem effektiven und energetisch effizienten PCCM sind. Das Modell demonstriert die Machbarkeit einer passiven CO2-Aufnahme bei CO2 in der Luft und zeigt, dass bei niedrigeren externen CO2-Werten ein wirksames PCCM den aktiven Import von HCO3− erfordert. Beide Aufnahmestrategien können mit geringen Energiekosten funktionieren.

Obwohl in unserem Modell nicht explizit berücksichtigt, werden Protonen in Rubisco-katalysierten CO2-Fixierungsreaktionen5 erzeugt und in CAH3-katalysierten HCO3−-zu-CO2-Umwandlungen verbraucht. Anschließend müssen die Protonen in der Pyrenoidmatrix erschöpft und im intrapyrenoiden Thylakoidlumen wieder aufgefüllt werden, um die physiologischen pH-Werte aufrechtzuerhalten41,43. Unsere Flussbilanzanalyse zeigt jedoch, dass die Konzentrationen freier Protonen zu niedrig sind, um die erwarteten Protonenverarmungs-/-auffüllungsflüsse durch Diffusion freier Protonen zu berücksichtigen (Ergänzende Anmerkung VI.D und Abb. 27). Für einen effizienten Protonentransport müssen daher alternative Mechanismen zum Einsatz kommen. Eine durch aktuelle Modellierungsarbeiten nahegelegte Möglichkeit70 besteht darin, dass Protonenträger wie RuBP und 3-PGA in millimolaren Konzentrationen71 vorhanden sein könnten und somit einen ausreichenden Fluss für den Transport von Protonen zwischen Kompartimenten ermöglichen könnten. Das Verständnis der molekularen Mechanismen, die dem Protonentransport zugrunde liegen, wird ein wichtiges Thema für zukünftige Studien sein.

Eine weitere Klasse von CCM ist das Carboxysomen-basierte CCM (CCCM), das von Cyanobakterien verwendet wird13. Im CCCM wird HCO3− durch aktiven Transport im Zytosol konzentriert72 und diffundiert in Carboxysomen – Kompartimente mit typischerweise 100 bis 400 nm Durchmesser, die jeweils aus einer ikosaedrischen Proteinhülle bestehen, die Rubisco umschließt73. Es wird angenommen, dass die Proteinhülle als Diffusionsbarriere dient, die für eine wirksame CCCM46,47 notwendig ist. Während die Pyrenoidmatrix keine Carboanhydrase zu haben scheint, enthält die Carboxysomenmatrix eine Carboanhydrase, die HCO3− in CO2 umwandelt, um Rubisco lokal zu ernähren. Aktuelle Studien deuten darauf hin, dass Protonen, die während der Carboxylierung von Rubisco entstehen, das Carboxysom ansäuern könnten, was wiederum die durch Carboanhydrase katalysierte Produktion von CO270 begünstigt. Man könnte sich fragen: Welche Vorteile bietet der Betrieb eines PCCM gegenüber einem CCCM? Eine Möglichkeit besteht darin, dass das PCCM eine komplexere räumliche Organisation nutzt, um Rubisco von der Carboanhydrase im Thylakoidlumen zu trennen, wodurch die beiden Enzyme bei pH-Werten arbeiten können, die für ihre jeweiligen katalytischen Funktionen optimal sind. Daher benötigt das PCCM möglicherweise einen kleineren Ci-Pool als das CCCM, um in der Nähe von Rubisco ausreichend CO2 zu produzieren. Tatsächlich scheinen Cyanobakterien etwa 30 mM intrazelluläres HCO3−74,75 anzusammeln, während Chlamydomonas einen internen HCO3−-Pool von nur 1 mM76 erzeugt. Zukünftige Experimente zum Vergleich der Leistung von PCCM und CCCM werden unser Verständnis der beiden unterschiedlichen Mechanismen verbessern.

Das PCCM hat das Potenzial, in Kulturpflanzen übertragen zu werden, um die Erträge zu verbessern. Unser Modell bietet einen Rahmen zur Bewertung der Gesamtleistung unter Berücksichtigung sowohl der Wirksamkeit als auch der energetischen Effizienz des PCCM (ergänzende Abbildung 28) und ermöglicht es uns, eine bevorzugte Reihenfolge der technischen Schritte vorzuschlagen. Darüber hinaus gehen wir davon aus, dass unser Modell den Ingenieuren dabei helfen wird, potenzielle Herausforderungen einzugrenzen, indem es ein minimales Design für ein funktionsfähiges PCCM bereitstellt. Wenn die nativen pflanzlichen Carboanhydrasen inaktiv sind oder fehlen, könnte es günstig sein, andere Carboanhydrasen mit bekannten Aktivitäten zu exprimieren und zu lokalisieren. Darüber hinaus wird ein wichtiger Schritt darin bestehen, zu testen, ob heterolog exprimierte Chlamydomonas-BST-Kanäle als HCO3−-Kanäle funktionieren, und zu überprüfen, ob sie native Ionenkanäle in Pflanzen nicht stören. Wir hoffen, dass unser Modell praktische Informationen für Ingenieure liefert, die ein minimales PCCM in Anlagen einbauen möchten, und dass es in Zukunft als nützliches quantitatives Instrument zur Anleitung grundlegender PCCM-Studien dienen wird.

Um die Funktionsweise des PCCM besser zu verstehen, haben wir ein Multikompartiment-Reaktions-Diffusions-Modell auf der Grundlage des postulierten Mechanismus bei Chlamydomonas entwickelt. Das Modell berücksichtigt die wichtigsten PCCM-Enzyme und -Transporter sowie die relevante Architektur des Chlamydomonas-Chloroplasten48. Der Einfachheit halber geht unser Modell von sphärischer Symmetrie aus und betrachtet einen kugelförmigen Chloroplasten mit dem Radius Rchlor in einem unendlichen Zytosol. Somit können alle Modellgrößen als Funktionen des radialen Abstands r vom Zentrum des Chloroplasten ausgedrückt werden (Abb. 1b). Der modellierte Chloroplasten besteht aus drei Kompartimenten: einer kugelförmigen Pyrenoidmatrix mit dem Radius Rpyr (pH 8) in der Mitte, umgeben von einem Stroma (pH 8), wobei Thylakoide (luminaler pH 6) sowohl die Matrix als auch das Stroma durchziehen (Abb. 1). 41,42,43. Im stationären Zustand legen Flussgleichgewichtsgleichungen die räumlich abhängigen Konzentrationen von CO2, HCO3− und H2CO3 in ihren jeweiligen Kompartimenten fest (angezeigt durch Indizes; siehe Ergänzungstabelle 2 und Anmerkung I):

Hier bezeichnet C die Konzentration von CO2 und H bezeichnet die kombinierte Konzentration von HCO3− und H2CO3, von denen angenommen wird, dass sie sich in einem schnellen Gleichgewicht befinden77. Somit sind ihre jeweiligen Konzentrationen durch \(H^ - = \frac{\eta }{{1 + \eta }}H\) für HCO3− und \(H^0 = \frac{1}{{1 +) gegeben \eta }}H\) für H2CO3, wobei η = \(10^{{\mathrm{pH-pKa}}_1}\) ein pH-abhängiger Verteilungsfaktor und pKa1 = 3,4 der negative Logarithmus der ersten Säure ist Dissoziationskonstante von H2CO378. Die ersten Terme in den Gleichungen (1a–1f) beschreiben die diffusiven Flüsse von anorganischem Kohlenstoff (Ci) innerhalb der Kompartimente. DC und DH bezeichnen die Diffusionskoeffizienten von CO2 bzw. HCO3− und H2CO3 zusammen in wässriger Lösung. In einem Modell mit Thylakoidstapeln, die die Ci-Diffusion im Stroma verlangsamen, werden die effektiven Diffusionskoeffizienten DstrC/H unter Verwendung eines Standardhomogenisierungsansatzes erhalten (siehe ergänzende Abbildung 5 und Anmerkung IG); \(D_{{{{\mathrm{str}}}}}^{C/H} = D^{C/H}\) sonst. Die anderen Flussterme (jX) in den Gleichungen (1a–1f) beschreiben enzymatische Reaktionen und den Ci-Transport zwischen den Kompartimenten, und die Faktoren fs und fv beschreiben die Geometrie der Thylakoide. Ihre Ausdrücke werden in den folgenden Abschnitten bereitgestellt.

Die Randbedingungen bei r = Rpyr werden durch den Diffusionsfluss von Ci durch die Stärkehülle an der Matrix-Stroma-Grenzfläche bestimmt, d. h.

wobei ∂r die Ableitung nach r bezeichnet und angenommen wird, dass die Stärkehülle für alle Ci-Arten die gleiche Permeabilität κStärke aufweist. κStärke→∞, wenn keine Stärkehülle vorhanden ist und Ci frei aus der Matrix diffundieren kann. κStärke = 0 beschreibt eine undurchlässige Stärkehülle (siehe Ergänzende Anmerkung IF). In ähnlicher Weise ergibt der Ci-Transportfluss durch die Chloroplastenhülle die Randbedingungen bei r = Rchlor, d. h.

wobei \(\kappa _{{{{\mathrm{chlor}}}}}^{H^ - }\) und γ die Geschwindigkeit und Reversibilität des HCO3−-Transports vom Zytosol nach innen bezeichnen, was die Wirkung des nicht charakterisierten Chloroplasten darstellt Hülle HCO3− Transporter LCIA24,37; γ = 1 entspricht einem passiven bidirektionalen Kanal und γ < 1 entspricht einer aktiven Pumpe. Die äußeren CO2-Bedingungen werden durch die zytosolische CO2-Konzentration Ccyt spezifiziert. Wir setzen Ccyt = 10 μM für CO2-Bedingungen in der Luft und Ccyt = 1 μM für sehr niedrige CO2-Bedingungen. Sofern nicht anders angegeben, wird davon ausgegangen, dass sich alle zytosolischen Ci-Spezies bei einem pH-Wert von 7,154 im Gleichgewicht befinden.

Die Thylakoidgeometrie wurde durch Kryo-Elektronentomographie bei Chlamydomonas48 charakterisiert. In unserem Modell berücksichtigen wir diese Geometrie, indem wir den lokalen Volumenanteil fv und das Oberfläche-zu-Volumen-Verhältnis fs der Thylakoide variieren. Diese Fraktionen beschreiben ein Röhrengeflecht im Zentrum des Pyrenoids (r ≤ Rmesh), das radial durch zylindrische Ntub-Röhren mit jeweils dem Radius atub erweitert wird (siehe Ergänzende Anmerkung IC), d. h.

Im Basismodell wird angenommen, dass sich die Thylakoidtubuli bis zur Chloroplastenhülle erstrecken, d. h. der Außenradius der Tubuli Rtub = Rchlor. In einem Modell mit kürzeren Tubuli wählen wir \(R_{{{{\mathrm{tub}}}}} = 0,4\,R_{{{{\mathrm{chlor}}}}}\) und setzen fv = 0 und fs = 0 für r > Rtub. Somit sind die Laplace-Beltrami-Operatoren in Gleichung (1) gegeben durch \(\nabla _{{{{\mathrm{thy}}}}}^2 = r^{ - 2}f_{{{\mathrm{v }}}}^{ - 1}\partial _rf_{{{\mathrm{v}}}}r^2\partial _r\) für die Thylakoidtubuli und durch \(\nabla _{{{{\mathrm{ pyr}}}}}^2 = \nabla _{{{{\mathrm{str}}}}}^2 = r^{ - 2}(1 - f_{{{\mathrm{v}}}}) ^{ - 1}\partial _r(1 - f_{{{\mathrm{v}}}})r^2\partial _r\) für die Matrix und das Stroma.

Das Modell berücksichtigt drei wichtige PCCM-Enzyme von Chlamydomonas, nämlich die Carboanhydrasen (CAs) CAH3 und LCIB und das CO2-fixierende Enzym Rubisco. Die gegenseitige Umwandlung zwischen CO2 und HCO3− wird durch beide CAs katalysiert und folgt der reversiblen Michaelis-Menten-Kinetik79. Die Rate der CA-vermittelten CO2-zu-HCO3−-Umwandlung ist gegeben durch

wobei \(V_{{{{\mathrm{max}}}},{{{\mathrm{CA}}}}}^C\) die maximale Rate von CA bezeichnet, \(K_{{{\mathrm{m }}}}^C\) und \(K_{{{\mathrm{m}}}}^{H^ - }\) bezeichnen jeweils die Halbsättigungskonzentrationen für CO2 und HCO3−, und \(V_{{ {{\mathrm{max}}}},{{{\mathrm{CA}}}}}^C/K_{{{\mathrm{m}}}}^C\) bezeichnet die Geschwindigkeitskonstante erster Ordnung, die Wir bezeichnen dies als „Rate“ der CA (Abb. 2). Schließlich ist \(K^{{{{\mathrm{eq}}}}} = 10^{{{{\mathrm{pK}}}}_{{{{\mathrm{eff}}}}} - { {{\mathrm{pH}}}}}\) bezeichnet das Gleichgewichtsverhältnis von CO2 zu HCO3−, wobei der effektive pKa durch \({{{\mathrm{pK}}}}_{{{{\mathrm {eff}}}}} = 6,1\)8 Die Lokalisierungsfunktion \({{{\mathcal{L}}}}_{{{{\mathrm{CA}}}}}\) ist für r gleich eins, wo CA vorhanden ist, und an anderer Stelle null. Die unkatalysierte spontane Geschwindigkeit der CO2-zu-HCO3−-Umwandlung mit einer Geschwindigkeitskonstante erster Ordnung \(k_{{{{\mathrm{sp}}}}}^C\) ist gegeben durch \(j_{{{ {\mathrm{sp}}}}} = k_{{{{\mathrm{sp}}}}^C(C - K^{{{{\mathrm{eq}}}}}H^ - )\ ) 82. Beachten Sie, dass negative Werte von jCA und jsp Flüsse der CO2-zu-HCO3−-Umwandlung bezeichnen.

Die Rate der durch Rubisco katalysierten CO2-Fixierung wird aus berechnet

Dabei bezeichnet \(V_{{{{\mathrm{max}}}},{{{\mathrm{Rbc}}}}}^C\) die maximale Rate und den effektiven Km (Rubisco Km in Abb. 1). ). ) ist gegeben durch \(K_{{{\mathrm{m}}}}^{{{{\mathrm{eff}}}}} = K_{{{{\mathrm{m}}}},{ {{ \mathrm{Rbc}}}}}^C(1 + O/K_{{{{\mathrm{m}}}},{{{\mathrm{Rbc}}}}}^O)\) zu erklären die Konkurrenzhemmung durch O283.84, wobei O die Konzentration von O2 bezeichnet und \(K_{{{{\mathrm{m}}}},{{{\mathrm{Rbc}}}}}^C\) und \ (K_{{{{\mathrm{m}}}},{{{\mathrm{Rbc}}}}}^O\) bezeichnen die Halbsättigungssubstratkonzentrationen für CO2 bzw. O2. \({{{\mathcal{L}}}}_{{{{\mathrm{Rbc}}}}}\) ist gleich eins, wo Rubisco lokalisiert ist, und null anderswo.

In unserem Basismodell gehen wir davon aus, dass CAH3 in den Thylakoidtubuli lokalisiert ist, die das Pyrenoid durchqueren,40, LCIB diffus im Stroma verteilt ist57 und Rubisco in der Pyrenoidmatrix lokalisiert ist16. Um den Effekt der Enzymlokalisierung zu untersuchen, variieren wir die Start- und Endradien der Enzyme unter Beibehaltung einer konstanten Anzahl von Molekülen (Abb. 4 und 5 sowie Ergänzende Anmerkung III).

Der CO2-Fluss, der durch die Thylakoidmembran vom Thylakoidlumen zur Matrix oder zum Stroma diffundiert, ist gegeben durch

wobei κC die Durchlässigkeit der Thylakoidmembranen für CO2 bezeichnet. In ähnlicher Weise ist der membranübergreifende Diffusionsfluss von HCO3− und H2CO3, \(j_{{{{\mathrm{mem}}}}}^H\), gegeben durch

wobei \(\kappa^{H^-}\) und \(\kappa^{H^0}\) jeweils die Basismembranpermeabilität für HCO3− und H2CO3 bezeichnen und \(\kappa _{{{{\mathrm {thy}}}}}^{H^ - }\) bezeichnet die zusätzliche Permeabilität von Thylakoidmembranen für HCO3− aufgrund von Bestrophin-ähnlichen Kanälen25. Beachten Sie, dass sich die Endterme der Gleichungen (1a) und (1a–1c) um den Faktor \(\frac{{f_{{{\mathrm{v}}}}}}{{1 - f_{{{\ mathrm{v}}}}}}\), da die membranübergreifenden Flüsse einen größeren Einfluss auf die Konzentrationen im Thylakoidkompartiment haben, das einen kleineren Volumenanteil hat.

Die Modellparameter wurden aus Experimenten geschätzt (siehe Ergänzungstabelle 2 und darin enthaltene Referenzen), mit Ausnahme der Raten von LCIB und CAH3 und der kinetischen Parameter der HCO3−-Transporter, die nicht bekannt sind. Wir haben einen systematischen Scan dieser unbekannten Parameter innerhalb eines Bereichs sinnvoller Werte durchgeführt (Abb. 2 und ergänzende Abb. 4). Die numerischen Lösungen von Gleichung (1) wurden durch die Durchführung von Simulationen unter Verwendung einer Finite-Elemente-Methode erhalten. Partielle Differentialgleichungen wurden in ihre äquivalenten schwachen Formen umgewandelt, rechnerisch durch Elemente erster Ordnung85 diskretisiert und in der Open-Source-Computerplattform FEniCS86 implementiert. Um die Robustheit der Modellergebnisse zu überprüfen, wurde eine Parametersensitivitätsanalyse durchgeführt (ergänzende Abbildung 30). Um eine ausreichende räumliche Diskretisierung sicherzustellen, wurde eine Konvergenzstudie durchgeführt (ergänzende Abbildung 31).

Wir haben die energetischen Kosten mithilfe des Rahmenwerks der Nichtgleichgewichtsthermodynamik56 berechnet (Einzelheiten finden Sie in der Ergänzenden Anmerkung II.B). Kurz gesagt, die Kosten für freie Energie jedes Nichtgleichgewichtsprozesses (Reaktion, Diffusion oder Transport) sind durch (j+ −j−)ln(j+/j−) (in Einheiten der thermischen Energie RT) gegeben, wobei j+ und j− bezeichnen den Vorwärts- bzw. Rückwärtsfluss. Indem wir die energetischen Kosten der in Gleichung (1) beschriebenen Nichtgleichgewichtsprozesse summieren, zeigen wir, dass die Gesamtenergie, die für den Betrieb des PCCM erforderlich ist, (in RT-Einheiten) durch angenähert werden kann

Hier ist \(J_{{{{\mathrm{str}}}}}^{C\to H^ - } = - {\int}_0^{R_{{{{\mathrm{Chlor}}}}} } {4\mathrm{\pi} r^2(1 - f_{{{\mathrm{v}}}})(j_{{{{\mathrm{LCIB}}}}} + j_{{{{\ mathrm{sp}}}}})dr}\) integriert den Fluss der LCIB-vermittelten und spontanen Umwandlung von CO2 zu HCO3− im Stroma, wobei 4πr2(1 − fv)dr der geometrische Faktor ist. \(J_{{{{\mathrm{Chlor}}}}}^C = 4\pi R_{{{\mathrm{Chlor}}}}}^2\kappa ^C(C_{{{\mathrm {str}}}}}|_{r = R_{{{{\mathrm{Chlor}}}}}} - C_{{{{\mathrm{cyt}}}}}\) bezeichnet den Fluss des diffundierenden CO2 vom Stroma zurück ins Zytosol. \(J_{{{{\mathrm{Rbc}}}}} = {\int}_0^{R_{{{{\mathrm{chlor}}}}}} {4\pi r^2(1 - f_ {{{\mathrm{v}}}})j_{{{{\mathrm{Rbc}}}}}dr}\) integriert den Fluss der CO2-Fixierung durch Rubisco. Die lnγ−1 und \({{{\mathrm{ln}}}}({K_{{{{\mathrm{thy}}}}}^{{{{\mathrm{eq}}}}}}/ Die {K_{{{{\mathrm{str}}}}}^{{{\mathrm{eq}}}}})\)-Terme bezeichnen die Kosten für freie Energie beim Pumpen von HCO3− durch die Chloroplastenhülle und beim Pumpen Protonen durch die Thylakoidmembranen. Unter Verwendung der ATP-Hydrolyseenergie \(|{\Delta}G_{ATP}|=51,5\,RT\)87 berechnen wir das äquivalente verbrauchte ATP pro CO2, festgelegt als \(\dot W_{{{\mathrm{PCCM}} }. }}}/J_{{{{\mathrm{Rbc}}}}}/|{\Delta}G_{{{{\mathrm{ATP}}}}}|\).

Um die biophysikalischen Grenzen des PCCM besser zu verstehen, betrachten wir eine gut gemischte Kompartimentvereinfachung des vollständigen Modells. Insbesondere gehen wir davon aus, dass (i) die Diffusion von Ci in der Matrix und im Stroma schnell erfolgt und daher die Konzentrationen von CO2 und HCO3− über die Radien in jedem der beiden Kompartimente konstant sind und Werte annehmen, die mit \(C_{{{ {\mathrm{pyr}}}}},C_{{{{\mathrm{str}}}}},H_{{{{\mathrm{pyr}}}}}^ -\) und \(H_{{ {{\mathrm{str}}}}}^ -\); (ii) Der HCO3−-Transport durch die Thylakoidmembranen erfolgt schnell, und daher ist die HCO3−-Konzentration in den Thylakoidtubuli innerhalb des Pyrenoids gleich \(H_{{{{\mathrm{pyr}}}}}^ -\), while die Konzentration der Thylakoidtubuli außerhalb des Pyrenoids ist gleich \(H_{{{{\mathrm{str}}}}}^ -\); (iii) HCO3− und CO2 befinden sich im Gleichgewicht (katalysiert durch CAH3) in den Thylakoidtubuli innerhalb des Pyrenoids, und daher ist die CO2-Konzentration darin gegeben durch \(C_{{{{\mathrm{thy}}}}} = K_ {{{{\mathrm{thy}}}}}^{{{{\mathrm{eq}}}}}H_{{{{\mathrm{pyr}}}}}^ -\); und (iv) die CO2-Konzentration in den Thylakoidtubuli nähert sich Cstr in Richtung der Chloroplastenhülle. Somit werden die Flussgleichgewichtsbedingungen durch einen Satz algebraischer Gleichungen mit vier Variablen beschrieben: \(C_{{{{\mathrm{pyr}}}}},C_{{{{\mathrm{thy}}}}} ,C_{{{{\mathrm{str}}}}}\) und \(H_{{{{\mathrm{str}}}}}^ -\) (siehe Ergänzende Anmerkungen IV und V). Die algebraischen Gleichungen werden mit der Python-basierten Computerbibliothek SciPy (Version 1.5.0)88 gelöst. Die energetischen Kosten des gut gemischten Kompartimentmodells werden auf ähnliche Weise wie oben berechnet.

Uns interessiert, wie sich das Hinzufügen und Entfernen einzelner Komponenten auf die Gesamtfunktion des PCCM auswirkt. Wir haben daher die Wirksamkeit und Energieeffizienz von 216 PCCM-Konfigurationen gemessen und dabei das Vorhandensein und die Lokalisierung von Enzymen, HCO3−-Kanälen und Diffusionsbarrieren moduliert. Jede Konfiguration wurde unter Verwendung des obigen Reaktions-Diffusions-Modells mit den entsprechenden Parametern für diese Strategie simuliert (ergänzende Abbildung 26).

Um alle möglichen technischen Pfade zwischen diesen Konfigurationen zu finden, haben wir ein Diagramm betrachtet, in dem jede mögliche Konfiguration einen Knoten darstellt. Knoten galten als durch eine ungerichtete Kante verbunden, wenn sie durch einen technischen Schritt getrennt waren. Indem wir Schritte im Diagramm durchführten, durchsuchten wir alle möglichen Engineering-Pfade, ausgehend von einem Startknoten mit schlechter PCCM-Leistung und einem Zielknoten mit guter Leistung. Ein einzelner technischer Schritt könnte das Hinzufügen oder Entfernen eines Enzyms, eines Kanals oder einer Diffusionsbarriere sowie die Lokalisierung eines einzelnen Enzyms sein. Die Ausnahme ist die Lokalisierung von Rubisco, von der wir annahmen, dass sie LCIB aus der Matrix ausschließen kann, da es ein phasengetrenntes Kondensat bildet26. Wir haben keine Strategien in Betracht gezogen, bei denen sowohl eine Stärkehülle als auch Thylakoidstapel als Diffusionsbarrieren eingesetzt werden. Wir haben einen benutzerdefinierten Tiefensuchalgorithmus in MATLAB (R2020a) verwendet, um alle kürzesten technischen Pfade zwischen einem Start- und einem Zielknoten zu identifizieren.

Weitere Informationen zum Forschungsdesign finden Sie in der mit diesem Artikel verlinkten Nature Research Reporting Summary.

Alle im Rahmen dieser Studie generierten oder analysierten Daten sind in diesem Artikel und den ergänzenden Tabellen enthalten. Die Rohdatensätze wurden im Zenodo-Repository unter https://doi.org/10.5281/zenodo.6406849 hinterlegt.

Benutzerdefinierte Simulationscodes sind auf GitHub unter https://github.com/f-chenyi/Chlamydomonas-CCM verfügbar.

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Wir danken den Mitgliedern der Jonikas- und Wingreen-Gruppen für aufschlussreiche Diskussionen. Diese Arbeit wurde von den National Institutes of Health durch den Zuschuss 5R01GM140032-02 (NSW und MCJ) unterstützt; die National Science Foundation durch das Stipendium MCB-1935444 (MCJ) und durch das Center for the Physics of Biological Function PHY-1734030 (NSW); und das Stipendium 55108535 (MCJ) der Simons Foundation und des Howard Hughes Medical Institute. MCJ ist Forscher am Howard Hughes Medical Institute. Schemata für eine Teilmenge der Figuren wurden mit BioRender.com erstellt.

Diese Autoren haben gleichermaßen beigetragen: Chenyi Fei, Alexandra T. Wilson.

Abteilung für Molekularbiologie, Princeton University, Princeton, NJ, USA

Chenyi Fei, Alexandra T. Wilson, Ned S. Wingreen und Martin C. Jonikas

Lewis-Sigler-Institut für Integrative Genomik, Princeton University, Princeton, NJ, USA

Chenyi Fei und Ned S. Wingreen

Abteilung für Biologie, Massachusetts Institute of Technology, Cambridge, MA, USA

Alexandra T. Wilson

Fakultät für Ingenieurwissenschaften und Angewandte Mathematik, Northwestern University, Evanston, IL, USA

Niall M. Mangan

Howard Hughes Medical Institute, Princeton University, Princeton, NJ, USA

Martin C. Jonikas

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Von CF, ATW, NMM, NSW und MCJ konzipierte Forschung; CF, ATW, NMM und NSW führten Modellierungen durch; CF und ATW führten eine Simulation durch; CF, ATW, NMM, NSW und MCJ analysierten Daten; und CF, ATW, NMM, NSW und MCJ haben das Manuskript geschrieben.

Korrespondenz mit Niall M. Mangan, Ned S. Wingreen oder Martin C. Jonikas.

Die Autoren geben an, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

Nature Plants dankt Yusuke Matsuda und den anderen, anonymen Gutachtern für ihren Beitrag zum Peer-Review dieser Arbeit.

Anmerkung des Herausgebers Springer Nature bleibt hinsichtlich der Zuständigkeitsansprüche in veröffentlichten Karten und institutionellen Zugehörigkeiten neutral.

Ergänzende Anmerkungen I–VI, Abb. 1–31 und Tabellen 1–4.

Ergänzende Tabellen 5 und 6.

Open Access Dieser Artikel ist unter einer Creative Commons Attribution 4.0 International License lizenziert, die die Nutzung, Weitergabe, Anpassung, Verbreitung und Reproduktion in jedem Medium oder Format erlaubt, sofern Sie den/die ursprünglichen Autor(en) und die Quelle angemessen angeben. Geben Sie einen Link zur Creative Commons-Lizenz an und geben Sie an, ob Änderungen vorgenommen wurden. Die Bilder oder anderes Material Dritter in diesem Artikel sind in der Creative Commons-Lizenz des Artikels enthalten, sofern in der Quellenangabe für das Material nichts anderes angegeben ist. Wenn Material nicht in der Creative-Commons-Lizenz des Artikels enthalten ist und Ihre beabsichtigte Nutzung nicht durch gesetzliche Vorschriften zulässig ist oder über die zulässige Nutzung hinausgeht, müssen Sie die Genehmigung direkt vom Urheberrechtsinhaber einholen. Um eine Kopie dieser Lizenz anzuzeigen, besuchen Sie http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/.

Nachdrucke und Genehmigungen

Fei, C., Wilson, AT, Mangan, NM et al. Die Modellierung des pyrenoidbasierten CO2-Konzentrationsmechanismus liefert Einblicke in seine Funktionsprinzipien und einen Fahrplan für seine Umsetzung in Nutzpflanzen. Nat. Pflanzen 8, 583–595 (2022). https://doi.org/10.1038/s41477-022-01153-7

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Eingegangen: 04. August 2021

Angenommen: 11. April 2022

Veröffentlicht: 19. Mai 2022

Ausgabedatum: Mai 2022

DOI: https://doi.org/10.1038/s41477-022-01153-7

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